Informatie

Grootte van het lichte microscoopmonster:


Ik was bezig met voorbeeldvragen voor de Wetenschapsolympiade, en een van de vragen ging als volgt:

Een cel wordt bekeken door een lichtmicroscoop bij een vergroting van 4x. De cel neemt ongeveer de helft van het gezichtsveld in beslag. Wat is de geschatte lengte van dit organisme?

Ik weet uit voorkennis dat een cel overal tussen $ 10 $ en $ $ 100 micrometer kan zijn, maar ik weet niet hoe ik de grootte van een cel moet berekenen met de informatie die ik krijg. Meestal als ik dit soort problemen doe, krijg ik de grootte van het gezichtsveld. Is dat niet nodig om dit probleem op te lossen?


Grootte van het specimen van een lichtmicroscoop - Biologie

Die gizmo links afgebeeld is een GROTE deal. Het opende letterlijk werelden van organismen en informatie voor wetenschappers. Het is belangrijk in de geschiedenis van de geneeskunde en ons begrip van ziekte mag niet worden onderschat.
Die gizmo is een samengestelde lichtmicroscoop.
Voor jou, de biologiestudent, is het misschien wel het belangrijkste hulpmiddel om te begrijpen. Tegen de tijd dat je klaar bent met spelen met deze pagina's (& lees je tekst & let goed op in de klas), zou je in staat moeten zijn om:

DE ONDERDELEN
Verbind de namen in de woordbank met de genummerde delen in de afbeelding.


arm
baseren
lichaamsbuis
grove focusknop
diafragma
fijne focusknop
krachtige objectieflens
lichtbron
objectieflens met laag vermogen
neusstuk
oculair (oculair)
fase
toneel clips

Nadat je de cijfers hebt opgeschreven en je antwoorden hebt ingevuld, controleer je je werk hier.

WAT DE ONDERDELEN DOEN
Nu is het tijd om memoriseren de functie van elk microscoopdeel.
Om je te helpen oefenen, is hier een bijpassende oefening.


arm
baseren
lichaamsbuis
grove focusknop
diafragma
fijne focusknop
krachtige objectieflens
lichtbron
objectieflens met laag vermogen
neusstuk
oculair (oculair)
fase
toneel clips
1. de lens waar je doorheen kijkt, vergroot het preparaat
2. ondersteunt de microscoop
3. houdt objectieven vast
4. vergroot het preparaat (2)
5. ondersteunt de bovenste delen van de microscoop, die worden gebruikt om de microscoop te dragen;
6. gebruikt om scherp te stellen bij gebruik van het krachtige objectief
7. waar de dia wordt geplaatst
8. regelt de hoeveelheid licht die de objectieflens bereikt
9. gebruikt om scherp te stellen bij gebruik van het objectief met laag vermogen
10. geeft licht
11. houd de dia op zijn plaats op het podium

vergroting mag-ne-fe-'ka-shen N 1. schijnbare vergroting van een object 2. de verhouding tussen afbeeldingsgrootte en werkelijke grootte
Een vergroting van "100x" betekent dat het beeld is 100 keer groter dan het eigenlijke object.

oplossing ez-e-loo-shen N 1. helderheid, scherpte 2. het vermogen van een microscoop om twee zeer nabije punten afzonderlijk weer te geven

1. Waarom wordt een "samengestelde" lichtmicroscoop genoemd?
"Compound" verwijst alleen naar het feit dat er twee lenzen zijn die het monster tegelijkertijd vergroten, het oculair en een van de objectieflenzen.

2. Als twee lenzen het preparaat altijd vergroten:
(zie #1), hoe bereken je de totale vergroting die wordt gebruikt?
Je vermenigvuldigt de kracht van het oculair en de kracht van het gebruikte objectief. totaal mag. = oculair x objectief Als het oculair bijvoorbeeld 10x is en het objectief met laag vermogen 20x, dan is de totale vergroting bij laag vermogen 10 x 20 = 200x.
Makkelijk, niet?

3. Hoe draag je zo'n ding?
Met twee handen, de ene houdt de arm vast en de andere onder de basis. Een beetje zoals een voetbal. (Ze zijn duur, we willen ze niet laten vallen.)

4. Hoe zit het met focussen? Hoe doe je dat ?
Dit is wat ik voorstel. Zodra u uw dia op zijn plaats op het podium hebt, moet u ervoor zorgen dat de objectief met laag vermogen (de kortste objectieflens) is in positie & draai de ruw focus totdat de lens zich het dichtst bij het podium bevindt. Stel het diafragma in op de grootste opening (waar het het meeste licht doorlaat). Begin vervolgens, terwijl u door het oculair kijkt, langzaam de grove focus te draaien. Draai langzaam & let goed op!. Wanneer het preparaat op laag vermogen is scherpgesteld, verplaatst u de dia zodat wat u wilt zien is: dood centrum in uw gezichtsveld, en schakel vervolgens over naar een objectief met een hoger vermogen. Raak de grove focus NIET meer aan --- je breekt iets! Zodra u een objectief met hoog vermogen gebruikt, kunt u ALLEEN scherpstellen met behulp van de fijne focusknop. Zorg ervoor dat u uw exemplaar centreert voordat u overschakelt naar een objectief met een hoger vermogen, anders kan het verdwijnen. Daarover zo meer.

MICROSCOPISCHE METINGEN

De grootte van het monster schatten :
Het gebied van het objectglaasje dat u ziet als u door een microscoop kijkt, wordt het "gezichtsveld" genoemd. Als je weet hoe breed je gezichtsveld is, kun je inschatten hoe groot de dingen zijn die je in het gezichtsveld ziet. De breedte van het gezichtsveld bepalen is eenvoudig --- u hebt alleen een dunne metrische liniaal nodig.

Door voorzichtig een dunne metrische liniaal op het podium te plaatsen (waar een dia normaal gesproken zou gaan) en onder de laag vermogen, kunnen we het gezichtsveld meten in millimeters. Door de microscoop zou het er ongeveer zo uitzien als wat je hier links ziet. De totale breedte van het gezichtsveld is in dit voorbeeld minder dan 1,5 mm. Een eerlijke schatting zou 1,3 of 1,4 mm zijn.
(Ontspan, het is een schatting).

Nu is millimeters een mooie metrische eenheid, maar als we een MICROscope gebruiken, hebben we de neiging om MICROmeters te gebruiken. Om van millimeters naar micrometers te converteren, verplaatst u de komma 3 plaatsen naar rechts. Onze schatting van 1,3 mm wordt 1300 micrometer.

Nu kunnen we de liniaal uit de weg halen, een dia voorbereiden, focussen en de grootte inschatten van de dingen die we zien! (Spannend, nietwaar?)

Als iets waar we naar keken bijvoorbeeld de helft van het gezichtsveld in beslag nam, zou de grootte ongeveer 1/2 x 1300 micrometer = 650 micrometer zijn. Als iets 1/5 van het gezichtsveld bleek te zijn, zouden we de grootte ervan schatten op 1/5 x 1300 = 260 micrometer.

Specimengrootte berekenen :
Omdat het krachtige objectief zich zo dicht bij het podium bevindt, kunnen we de breedte van het gezichtsveld niet direct meten met hoog vermogen. De liniaal past gewoon niet tussen het doel en het podium. Geen probleem. We kunnen de breedte van het gezichtsveld bij laag vermogen (die we meten met behulp van de bovenstaande stappen) en de relatie tussen de vergrotingen van laag en hoog vermogen gebruiken om wiskundig de breedte van het gezichtsveld bij hoog vermogen te berekenen.

Onthoud allereerst dit:

Bijvoorbeeld: als het objectief met laag vermogen 20x is en het objectief met hoog vermogen 40x, dan zien we onder hoog vermogen 20/40 of 1/2 van het oppervlak van de dia die we zagen bij laag vermogen.

Dit is iets dat enige oefening vereist. Dus hier ga je. Bereken de antwoorden op deze voorbeelden op papier en klik vervolgens op "antwoorden".
(Je leert meer als je het eerst zelf probeert.)

Voorbeeld 1:

oogvermogen = 10x
laag vermogen objectief = 20x
hoog vermogen objectief = 50x

a) Wat is de hoogste vergroting die je zou kunnen krijgen met deze microscoop?
b) Als de diameter van het veld met laag vermogen 2 mm is, wat is dan de diameter van het gezichtsveld met hoog vermogen in mm? in micrometers?
c) Als 10 cellen van begin tot eind kunnen passen in het gezichtsveld met laag vermogen, hoeveel van die cellen zou u dan zien bij hoog vermogen?

oogvermogen = 10x
laag vermogen objectief = 10x
hoog vermogen objectief = 40x

Het diagram toont de rand van een millimeterliniaal bekeken onder de microscoop met de hierboven genoemde lenzen. Het getoonde veld is het gezichtsveld met laag vermogen.

a) Wat is bij benadering de breedte van het gezichtsveld in micrometers?
b) Wat zou de breedte van het gezichtsveld zijn bij hoog vermogen?
c) Als 5 cellen in het gezichtsveld met hoog vermogen passen, wat is dan de geschatte grootte van elke cel?

oculair = 10x
laag vermogen objectief = 20x
hoog vermogen objectief = 40x

De afbeelding toont het gezichtsveld met laag vermogen voor de microscoop met de hierboven genoemde lenzen.
a) Wat is de geschatte grootte van de cel in micrometers?
b) Wat zou het gezichtsveld met hoog vermogen zijn?
c) Hoeveel cellen zoals die op de afbeelding passen in het gezichtsveld met hoog vermogen?

Nou, ik hoop dat je een ton hebt geleerd.
HOUD DE STEKKER WEG.

Terug naar het overzicht van biologieonderwerpen

ALS U (GOED OF SLECHT) OPMERKINGEN HEEFT OVER DEZE OF EEN VAN MIJN BIOLOGIE PAGINA'S, LESSEN OF IETS ANDERS IN HET ALGEMEEN, LAAT MIJ EEN OPMERKINGEN :
[email protected]

De microscoop gebruiken : de antwoorden

Antwoorden op DE ONDERDELEN :
1) voet 2) lichtbron 3) diafragma 4) podium 5) podiumclips
6) objectieflens met laag vermogen 7) objectieflens met hoog vermogen 8) neusstuk 9) arm 10) fijne focusknop 11) bodybuis 12) grove focusknop 13) oculair (oculair)



Antwoorden op 'WAT DE ONDERDELEN DOEN' :
1. oculair
2. basis
3. neusstuk
4. objectieve lens met laag vermogen, objectieve lens met hoog vermogen;
5. arm
6. fijne focusknop
7. podium
8. diafragma - tussen haakjes, dit zijn de NYS Regents favoriet microscoop onderdeel
9. grove focusknop
10. lichtbron (lamp of spiegel)
11. podiumclips

Antwoorden op 'WAT JE ZIET' :
ANTWOORD op voorbeeld #1:

oogvermogen = 10x
laag vermogen objectief = 20x
hoog vermogen objectief = 50x

a) Wat is de hoogste vergroting die je zou kunnen krijgen met deze microscoop? 500x
Oculair x hoog vermogen = 10 x 50 = 500. (We kunnen maar 2 lenzen tegelijk gebruiken, niet alle drie.)
b) Als de diameter van het veld met laag vermogen 2 mm is, wat is dan de diameter van het gezichtsveld met hoog vermogen in mm? 0,8 mm
De verhouding van laag tot hoog vermogen is 20/50. Dus bij hoog vermogen zie je 2/5 van het laagvermogen gezichtsveld (2 mm). 2/5 x 2 = 4/5 = 0,8 mm
in micrometers? 800 micrometer
Om mm naar micrometers om te rekenen, verplaatst u het decimaalteken 3 plaatsen naar rechts (vermenigvuldigen met 1000). 0,8 mm x 1000 = 800 micrometer
d) Als 10 cellen van begin tot eind kunnen passen in het gezichtsveld met laag vermogen, hoeveel van die cellen zou u dan zien bij hoog vermogen? 4 cellen.
We kunnen deze vraag op dezelfde manier beantwoorden als hierboven bij "b". Bij hoog vermogen zouden we 2/5 van het lage veld zien. 2/5 x 10 cellen = 4 cellen zouden worden gezien onder hoog vermogen.

<em terug naar voorbeeld #1

oogvermogen = 10x
laag vermogen objectief = 10x
hoog vermogen objectief = 40x

Het diagram toont de rand van een millimeterliniaal bekeken onder de microscoop met de hierboven genoemde lenzen. Het getoonde veld is het gezichtsveld met laag vermogen.

a) Wat is bij benadering de breedte van het gezichtsveld in micrometers? 3500 - 3800 micrometer
Elke witruimte is 1 mm. We kunnen ongeveer 3 1/2 (of zo) witte ruimtes zien. Dat komt overeen met 3,5 mm, omgerekend naar 3500 micrometer. Elk antwoord in het bovenstaande bereik zou OK zijn.
b) Wat zou de breedte van het gezichtsveld zijn bij hoog vermogen?
875 micrometer
De verhouding van laag tot hoog vermogen voor deze microscoop is 10/40 of 1/4. Dus bij hoog vermogen zien we 1/4 van het gezichtsveld met laag vermogen. 1/4 x 3500 micrometer (van "a" hierboven) = 875 micrometer.
c) Als 5 cellen in het gezichtsveld met hoog vermogen passen, wat is dan de geschatte grootte van elke cel?
175 micrometer
Als 5 cellen passen in het gezichtsveld met hoog vermogen (waarvan we hebben vastgesteld dat het 875 micrometer is in "b"), dan is de grootte van 1 cel = 875/5 = 175 micrometer.

<terug naar vragen #2

oculair = 10x
laag vermogen objectief = 20x
hoog vermogen objectief = 40x

De afbeelding toont het gezichtsveld met laag vermogen voor de microscoop met de hierboven genoemde lenzen.

a) Wat is de geschatte grootte van de cel in micrometers?
500 micrometer
Eerst moeten we visualiseren hoeveel van die cellen in het veld passen --- ongeveer 4. Dus 2 mm (de breedte van het veld) / 4 = 0,5 mm, wat overeenkomt met 500 micrometer.
b) Wat zou het gezichtsveld met hoog vermogen zijn?
1000 micrometer
De verhouding van laag tot hoog vermogen voor deze scope is 20/40 of 1/2. We zullen dus de helft van het veld met laag vermogen onder hoog vermogen zien. 1/2 x 2 mm = 1 mm, omgerekend naar 1000 micrometer.
c) Hoeveel cellen zoals die op de afbeelding passen in het gezichtsveld met hoog vermogen?
2 cellen
Opnieuw is de verhouding van laag tot hoog vermogen 20/40, of 1/2. Als we 4 cellen in het lage gezichtsveld kunnen zien, zullen we 1/2 zoveel zien in het hoge gezichtsveld. 1/2 x 4 = 2 cellen.

<t terug naar vraag #3


MICROSCOPIE | Lichtmicroscopie en histochemische methoden

Principes

De lichtmicroscoop is een instrument om fijne details van een object te visualiseren. Het doet dit door een vergroot beeld te creëren door het gebruik van een reeks glazen lenzen, die eerst een lichtstraal op of door een object focussen, en convexe objectieflenzen om het gevormde beeld te vergroten. In de meeste lichtmicroscopen wordt het beeld rechtstreeks bekeken door binoculaire oculairs die fungeren als een secundaire lens in de vorm van een vergrootglas om het geprojecteerde beeld te observeren. Dergelijke instrumenten worden 'samengestelde microscopen' genoemd en de totale vergroting is de som van de objectieve vergroting en de oculairvergroting. Het vergrotingsbereik strekt zich uit van × 10 tot × 1000, met een oplossend vermogen in de orde van 0,2 m, afhankelijk van het type en de numerieke opening (gebied beschikbaar voor doorgang van licht) van de objectieflenzen. Er is een aantal boeken beschikbaar met uitgebreide details over de theorie van de lichtmicroscoop en richtlijnen voor het praktische gebruik van het instrument, inclusief methoden voor beeldverbetering en instrumentverzorging. De lezer wordt verwezen naar deze, in het bijzonder een uitgebreide reeks handboeken uitgegeven door de Royal Microscopical Society, voor meer informatie.


De geheimen van lichte bladverlichting

Hoewel de afgelopen jaren aanleiding hebben gegeven tot een aantal gespecialiseerde implementaties voor diverse onderzoekstoepassingen, blijven het basisconcept en de essentiële bouwstenen vergelijkbaar met die beschreven in vroege LSFM-publicaties. De verlichtingsoptiek vormt een laserstraal tot een dunne laag licht die zich over het gehele gezichtsveld van de microscoop uitstrekt. In plaats van een statische lichtplaat te gebruiken, genereren moderne LSFM-implementaties een "virtuele" lichtplaat door digitaal een enkele laserstraal zijwaarts door het beeldvormingsvlak van het monster te scannen.

Door lichtdiffractie is een lichtvel alleen in het midden van het beeldveld dun. Bovendien, hoe dunner de lichte plaat in het midden is, hoe sneller de dikte naar de zijkanten toe toeneemt. Dikte van de lichtplaat moet daarom worden aangepast aan de grootte van het gezichtsveld, wat een moderne lichtplaatfluorescentiemicroscoop beheert met geautomatiseerde zoomoptieken in het verlichtingsstraalpad. Bovendien zullen ondoorzichtige en verstrooiende exemplaren de lichte plaat vervormen terwijl deze door de materie reist. Zodra het lichtvel het uiteinde van het preparaat bereikt, is het vaak aanzienlijk dikker dan optimaal, wat kan worden vermeden door het preparaat vanuit de tegenovergestelde richting te verlichten. De dubbele verlichtingsoptie van Lightsheet 7 maakt bijvoorbeeld gebruik van twee tegenovergestelde belichtingsobjectieven om het monster vanuit twee tegengestelde richtingen te verlichten, en vermindert zo efficiënt het probleem van degradatie van het lichte vel in het monster.

Zijwaartse verlichting van een lichtbladmicroscoop kan streepachtige beeldartefacten produceren, dit zijn schaduwen van absorberende deeltjes in het preparaat die zijwaarts door een beeld strekken. Deze strepen kunnen worden verminderd door de lichtplaat snel rond het preparaat te draaien, zodat het preparaat in een continu veranderende richting wordt belicht. Door te draaien varieert de richting van de schaduwen in het beeld en, als de richting snel verandert, worden de schaduwen verstrooid totdat ze vrijwel verdwijnen.

Wanneer de lichte plaat door het monster gaat, kunnen sommige structuren van het monster, b.v. kernen, zullen het excitatielicht absorberen of verstrooien. Dit werpt schaduwen langs de verlichtingsas, zoals u in de linkerafbeelding ziet. Dit effect treedt op bij alle fluorescentiemicroscopen, maar de belichtingsas in de lichtplaatfluorescentiemicroscopie staat loodrecht op de waarnemingsas en dus is dit effect duidelijker.

In Lightsheet 7 verandert een gepatenteerde Pivot Scanner de hoek van het lichte vel naar boven en naar beneden tijdens beeldacquisitie. Door de belichtingshoek te veranderen, worden de schaduwen in verschillende richtingen geworpen en zal het excitatielicht ook gebieden achter ondoorzichtige structuren bereiken, zoals u in de rechter afbeelding ziet. Deze gepatenteerde Pivot Scanner is een perfecte manier om artefactvrije beelden te verkrijgen en om downstream verwerkings- en analysestappen te verbeteren. Het is altijd beter om artefacten direct bij hun oorsprong aan te pakken.


Grootte van het specimen van een lichtmicroscoop - Biologie

De microscoop is een hulpmiddel waarmee we de structuren en weefsels waaruit organismen bestaan ​​tot in de kleinste details kunnen zien. Vaak is het mogelijk om de functie van een structuur te begrijpen op basis van zijn microscopische morfologie. Als je bijvoorbeeld de oriëntatie van spiercellen in de lichaamswand van een regenworm ziet, kun je begrijpen hoe deze beweegt en graaft. Je zult ook sterk bewijs zien ter ondersteuning van de celtheorie.

Gebruiksaanwijzing van de high power microscoop:

  • Draag de microscoop met één hand bij de nek en met de andere hand aan de onderkant.
  • Houd altijd de kortste objectieflens met laag vermogen naar het podium gericht wanneer u een nieuwe dia op het podium plaatst of een dia verwijdert.
  1. Houd een voorbereid objectglaasje tegen het licht en kijk waar het monster zich onder het dekglaasje bevindt.
  2. Zorg ervoor dat het microscooplicht is ingeschakeld en dat de objectieflens met laag vermogen die naar het podium is gericht, op zijn plaats is geklikt. Breng het condensorlenssysteem dat zich onder het podium bevindt omhoog naar de hoogste positie. De condensorlenzen richten het licht door het gat in het podium.
  3. Centreer het monster boven het licht dat door het gat in het werkgebied naar boven komt.
  4. Breng het podium omhoog naar de hoogste positie. (Low power objectief is in positie!)
  5. Kijk door de oculaire lens van de microscoop en pas het licht zo aan dat het prettig is voor je ogen. Alle microscopen zijn uitgerust met een irisdiafragma onder het podium dat de opening verkleint waardoor het licht valt, er kan een regelweerstand zijn die de lamp dimt en helderder maakt. Laat het podium nu langzaam zakken met de grote, grove scherpstelknop.
  6. Op een gegeven moment moet het preparaat scherp in beeld komen.
  7. Je kunt nu overschakelen naar een doel met een hogere macht. Deze microscopen zijn parfocaal en blijven dus scherp.
  8. Stel het irisdiafragma opnieuw af zodat het licht comfortabel voor u is en u details kunt zien.
  9. Stel bij hoog vermogen alleen scherp met de kleine, fijne scherpstelknop.

Het best mogelijke beeld krijgen:

  • Gebruik lensdoekjes, die wij leveren, om de oculaire en objectieflenzen schoon te maken, gebruik geen ander soort papier. Mogelijk moet u de dia ook schoonmaken.
  • Begin altijd met het scherpstellen van de microscoop met de laagvermogen, grove scherpstelknop. Deze microscopen zijn parfocaal. Dit betekent dat als je eenmaal zorgvuldig hebt scherpgesteld met het objectief met laag vermogen, de andere doelen bijna perfect scherp zijn. U moet het object gecentreerd hebben voordat u van doel verandert om de vergroting te vergroten, omdat het gezichtsveld kleiner wordt als het object opzij staat en kan verdwijnen wanneer u naar een hogere vergroting gaat.
  • Voor de beste weergave bij hoog vermogen is wit licht essentieel. Gebruik de regelweerstand om de spanning naar de lamp te verhogen. Naarmate het feller wordt, wordt het licht minder rood en meer wit. Het sluiten van het diafragma waardoor het licht valt, verhoogt de detailresolutie die u kunt zien. Gebruik het irisdiafragma, dat wordt bediend door een hendel tussen de condensorlenzen, om de grootte van het diafragma te wijzigen. Hoe hoger de sterkte van de objectieflens, hoe minder scherptediepte.

De totale vergroting die u ziet, kan worden berekend. Zoek de vergroting die op de ring rond de oculaire lens is afgedrukt - deze is waarschijnlijk 10x. Zoek vervolgens de vergroting die is afgedrukt op de objectieflens die u gebruikt - deze is waarschijnlijk 4x, 10x of 40x. Vermenigvuldig de vergroting van de oculaire lens maal die van de objectieflens, dit is de totale vergroting die u ziet. De kwaliteit van de microscoop zit in de objectieven. Als ze afschuwelijk zijn, zal het vergroten van wat ze zien door de oculaire lens geen verbetering brengen. Het is belangrijk dat u de objectieflenzen niet nat maakt. Droog ze onmiddellijk af als er water of vlekken van het objectglaasje op de lens komen.

  1. Zorg ervoor dat het objectief met laag vermogen in positie is voordat u een objectglaasje van het podium verwijdert en voordat u de microscoop opbergt.
  2. Wanneer u de microscoop loskoppelt, pak dan de stekker vast, niet het snoer.
  3. Microscopen zijn genummerd en dienen in de nis met hetzelfde nummer in de microscoopkast te worden opgeborgen.
  4. Plaats voorbereide dia's terug in dozen en plaats ze in de gleuf waarvan het nummer overeenkomt met dat in de rechterbovenhoek van de dia.

Brief e. Houd deze dia tegen het licht en je ziet een klein stukje schrijfmachinepapier onder het midden van het dekglaasje. Er staat een e op getypt. Begin met het objectief met laag vermogen (de kortste) op zijn plaats. Centreer dit stuk papier in het licht dat door het podium van je microscoop komt en stel de e scherp met de grote, grove scherpstelknop. Je zult meteen zien dat de e ondersteboven en achterstevoren staat, precies omgekeerd van de manier waarop je hem op het podium hebt georiënteerd. De microscooplenzen zijn verantwoordelijk voor deze omkering. Met de e gecentreerd, verhoog je de vergroting tot gemiddeld vermogen. De scherpstelling is bijna correct recenter de e en verscherp de scherpstelling, wederom met de grove scherpstelknop. Verhoog nu de vergroting tot hoog vermogen. Pas de focus alleen aan met de kleinere, fijne scherpstelknop. Gebruik nooit de grove scherpstelknop als u een hoog vermogen gebruikt, omdat u het objectief gemakkelijk door de schuif kunt knarsen - een kostbare fout. Begin het proces altijd met een laag vermogen en verhoog vervolgens de vergroting van de objectieflenzen. U zult hebben gemerkt dat hoe hoger de vergroting van de objectieflens, hoe kleiner en zwakker het gezichtsveld. Op hoog vermogen moet u de helderheid van de lichtbron maximaliseren en het irisdiafragma regelen.

Bolt zijde. Dit is een klein vierkant van fijne zijden stof. Onderzoek het met een laag vermogen en verhoog vervolgens de vergroting. Gebruik bij hoog vermogen het irisdiafragma om de resolutie te verbeteren. Je ziet veel meer detail als het licht door een heel klein diafragma gaat. Onthoud dit feit wanneer u kijkt naar bijna transparante organismen in toekomstige laboratoria. Met de fijne scherpstelknop verhoogt en verlaagt u het podium om een ​​idee te krijgen van de dikte van de stof.

Millimeter regel. Zet de transparante millimeterregel op het podium van de microscoop. Let op de lengte van de diameter in millimenters van het gezichtsveld bij elke beschikbare vergroting. Vul het volgende schema in:

doelstellingvergrotingdiameter (mm)
laag vermogen
gemiddeld vermogen
hoog vermogen

In 1665 gebruikte Robert Hooke het woord cel, wat kleine kamers betekent, om de kleine holtes te beschrijven, gescheiden door muren in kurk, wat de schors van een boom is. Matthias Schleiden, een botanicus, publiceerde (1838) zijn conclusie dat alle planten uit cellen bestaan ​​in het volgende jaar (1839), Theodor Schwann breidde de observatie uit tot dierlijke weefsels en stelde een cellulaire basis voor van al het leven. De patholoog Rudolf Virchow voegde in 1858 een belangrijke uitbreiding van de theorie toe dat alle levende cellen voortkomen uit reeds bestaande levende cellen, er is geen spontane vorming van cellen uit niet-levende materie. Als je met de microscoop naar weefsels kijkt die de 5 of 6 koninkrijken van organismen vertegenwoordigen, zul je de geldigheid van de celtheorie bevestigen. Het lijkt vreemd dat iets dat voor ons zo vanzelfsprekend is met moderne technologie, moest worden ontdekt en als een theorie werd voorgesteld.

Dierlijke cellen - wang. Neem een ​​schoon microscoopglaasje en plaats er een kleine druppel jodiumvlek op. Gebruik een steriele houten stok en wrijf de punt zachtjes over de binnenkant van je wang. Op het uiteinde van de stok zijn cellen verzameld die op het punt stonden af ​​te vallen. Wervel het uiteinde van de stick in het jodium op de dia om de cellen over te brengen en te kleuren. Plaats een dekglaasje op het preparaat en bekijk het met de microscoop en vergeet niet om te beginnen met het lage vermogen objectief op zijn plaats. De cellen zijn onregelmatig, je kunt platte oppervlakken zien waar ze andere cellen in je wang ontmoetten. De grens van een cel, het plasmamembraan, is zo dun dat je alleen kunt zien waar de cel eindigt. De kern is oranjebruin gekleurd en bevindt zich in het midden van elke cel. Kleine puntjes op het oppervlak zijn waarschijnlijk bacteriën.

Plantencellen - ui. Plaats een druppel jodiumvlek op een schoon microscoopglaasje. Neem een ​​laag ui en gebruik een scalpelpunt om de zeer dunne laag cellen langs de binnenste kromming af te pellen. De schil die tussen uw vingertop en de scalpel wordt gehouden, moet als extreem dun cellofaan zijn. Leg de schil in het jodium op het glaasje en leg er een dekglaasje op. Bekijk het preparaat met de microscoop. Deze cellen zijn vrij regelmatig van vorm en ze worden omgeven door een dikke celwand. Omdat de cellen het wandmateriaal afscheiden, bevindt het plasmamembraan van de cel zich in de wand. Kernen zijn gekleurd zoals in de dierlijke cellen, maar ze bevinden zich aan de zijkant van de cel. Het centrum van elke plantencel wordt ingenomen door een groot transparant organel dat de centrale vacuole wordt genoemd. Je kunt het niet zien, maar je kunt het resultaat van zijn aanwezigheid zien: de kern staat opzij.

Celafmetingen: gebruik de informatie in de bovenstaande tabel, waarin u de diameter van het gezichtsveld bij elke vergroting hebt bepaald, om ongeveer de gemiddelde diameter van een wangcel en de lengte en breedte van een uiencel te meten.

Protista . Als er culturen van de eencellige organismen beschikbaar zijn, doe dan een druppel op een nieuw glaasje en plaats er voorzichtig een dekglaasje bovenop. Onderzoek met de microscoop.


Lichtmicroscoop en elektronenmicroscoop

Het is moeilijk om de cel of zijn componenten te zien vanwege hun zeer kleine grootte. Dus de ontdekking van de cel was gerelateerd aan de uitvinding van de microscoop. Ook was het zien van celcomponenten gerelateerd aan het interessante van zijn vergrotende kracht.

De studies van de celstructuur werden bekroond met de uitvinding van de elektronenmicroscoop die een hoog vergrotend vermogen heeft. Er zijn dus twee soorten microscopen, de lichtmicroscoop en de elektronenmicroscoop.

Lichte microscoop

Tot 1950 was de lichtmicroscoop het enige beschikbare apparaat voor wetenschappers om de micro-organismen te onderzoeken. Het hangt af van zonlicht of kunstlicht om te werken.

Functies van de lichtmicroscoop:

  • Vergroten van vele micro-organismen en niet-levende dingen.
  • Grote objecten onderzoeken nadat ze in zeer dunne plakjes zijn gesneden die het licht doorlaten.

Vergrotende kracht vergroot de objecten tot 1500 keer de werkelijke grootte, de vergroting is afhankelijk van de vergrotingskracht van de oculaire en objectieve lenzen, Lichtmicroscoop kan de objecten niet meer dan 1500 keer vergroten omdat het beeld onduidelijk (wazig) wordt.

Vergrotingskracht van de microscoop = het vergrotende vermogen van de oculaire lens × het vergrotende vermogen van de objectieflens

Methoden voor het verkrijgen van het meest heldere beeld met behulp van een lichtmicroscoop:

Wetenschappers ontdekten dat de beste methode om de specimens duidelijker te onderzoeken het verhogen van het contrast tussen verschillende delen van de specimens is door:

  • Het gebruik van kleurstoffen om bepaalde delen van het monster te bevlekken of te kleuren om duidelijker te zijn, maar deze kleurstoffen doden de levende exemplaren (nadelen).
  • Het lichtniveau wijzigen.

De samengestelde lichtmicroscoop wordt gebruikt om de kleine dingen en hun inhoud te vergroten en te onderzoeken.

Lichtmicroscoop en elektronenmicroscoop

Elektronen microscoop

In 1950 begonnen wetenschappers de elektronenmicroscoop te gebruiken. Het idee van zijn werk hangt af van het gebruik van een straal van hogesnelheidselektronen in plaats van het licht. Deze elektronen worden bestuurd door de elektromagnetische lenzen. Vergrootglas vergroot de objecten een miljoen keer van hun werkelijke grootte . .


Microscoop

Inleiding Microscopen zijn handig voor het bekijken van objecten die te klein zijn om duidelijk te zien zonder vergroting. Deze oefening is bedoeld om leerlingen vertrouwd te maken met het gebruik van een samengestelde lichtmicroscoop.

Samengestelde lichtmicroscoop

De samengestelde lichtmicroscoop gebruikt twee sets lenzen om het object te vergroten. De verlichting wordt verzorgd door een lichtbron op de voet van de microscoop. De vergroting varieert typisch van ongeveer 40 X tot 1000 X. Ze kunnen worden gebruikt met objecten die in grootte variëren van ongeveer 100 nm tot 2 mm.

Onderdelen van de lichtmicroscoop

Het podium is een platform dat de dia bevat met het te bekijken specimen. Een mechanische tafel (zie de foto's hieronder) heeft een mechanisme om de schuif te verplaatsen.

Een lichtmicroscoop moet een lichtbron hebben. Dit is meestal een gloeilamp die zich onder het podium bevindt.

Een verstelbaar diafragma onder het podium wordt gebruikt om de hoeveelheid licht die er doorheen gaat te regelen.

Een condensor bevat twee sets lenzen die het licht concentreren. Het bevindt zich direct onder het podium. Licht van de lichtbron gaat door het diafragma en de condensor voordat het door het te bekijken preparaat omhoog gaat.

De lichaamsbuis bevat een oculaire lens (oculair) en een neusstuk met meerdere objectieflenzen. Elke objectieflens wordt gebruikt voor een andere vergroting en wordt op zijn plaats bewogen door het neusstuk te draaien. Het beeld wordt scherpgesteld door de grove en fijne focusknoppen aan te passen.

Binoculaire microscopen (onder) hebben twee oculairs, monoculaire microscopen (boven) hebben er één. De afstand tussen de twee oculaire lenzen van een binoculaire microscoop kan worden aangepast aan de afstand tussen uw ogen.

Andere optische apparaten zoals verrekijkertelescopen en veldbrillen hebben ook twee oculaire lenzen die zich op dezelfde manier als de microscoop aanpassen. Verrekijkerlenzen kunnen individueel worden aangepast, waardoor het voor veel mensen niet nodig is om hun bril bij het gebruik ervan te gebruiken.

Samengestelde lichtmicroscopen bevatten twee lenssystemen, een objectief en een oculair. De totale vergroting van een afbeelding wordt berekend door de vergroting van het oculair te vermenigvuldigen met de vergroting van het objectief. De microscopen die we zullen gebruiken, hebben elk een 10X oculaire lens en vier verschillende objectieflenzen die in de onderstaande tabel worden vermeld.

Objectieve vergroting Totale vergroting

Hoog vermogen 40 X of 43 X 400 X of 430 X

Olie-onderdompeling 100 X 1000 X

Licht buigt wanneer het van glas naar lucht of van lucht naar glas gaat, omdat lucht en glas verschillende brekingsindices hebben. Het afbuigen van licht als het door de glasplaat naar de lucht en vervolgens naar de glazen lens gaat, vermindert het oplossend vermogen. Bij hoge vergroting (1000X) kan het voorkomen dat een helder beeld wordt bekeken. Deze afname in resolutie kan worden voorkomen door immersieolie tussen het glaasje en de lens aan te brengen, omdat immersie dezelfde brekingsindex heeft als glas.

De condensor verhoogt ook het oplossend vermogen van de microscoop. Bij gebruik van de olie-immersielens moet de condensor (onder het podium) worden verhoogd tot een positie zeer dicht bij het podium voor maximale resolutie.

De onderstaande link kan nuttig zijn voordat u de microscoop gebruikt.

LET OP - Gebruik nooit stoffen of papieren producten (papieren handdoeken, tissuepapier, enz.) om de lenzen te reinigen. Ze zullen krassen maken op de coating en het oplossend vermogen van de lens verminderen. Gebruik alleen lenspapier.

Schakel de microscoop naar de laagste vergroting of verhoog de doelstellingen van het podium voordat u een glaasje plaatst. Dit voorkomt dat de objectieflens per ongeluk wordt bekrast door de dia.

Plaats de te bekijken dia op het podium en centreer het monster over de opening.

Begin met de scanlens of de objectieflens met laag vermogen.

Verhoog het podium (of verlaag de lens) helemaal zodat de dia zo dicht mogelijk bij de objectieflens is.

Use the coarse adjustment know to slowly raise the lens from the stage while viewing the image. Fine focusing is not needed when using the lowest magnification (scanning or 4X objective). If you are using any of the other objectives, it will be necessary to use the fine focus after using the coarse focus.

Adjust the condenser so that a sharp focus is produced. This step is important at the highest magnification (oil immersion or 1000X).

Adjust the iris diaphragm. This will need readjustment after changing to a different magnification.

To Increase the Magnification

The microscopes are parfocal, meaning that after you adjust the focus, the image will remain approximately in focus if you change the magnification.

Center the object before switching to a higher power objective. This will help you find the object after switching the objective.

Switch to the next highest power. It will be necessary to center the image again. The image should be approximately in focus but it will be necessary to use the fine focus. The coarse focus should not be needed after switching objectives.

This procedure is repeated each time you switch to a higher magnification.

The 100 X objective (1,000X total magnification) requires that a drop of immersion oil be placed between the slide and the lens.

After focusing the specimen under high power (400X or 430X, see above), rotate the high power objective out of the way and place a drop of immersion oil on the slide. Rotate the oil immersion objective into place so that it touches the oil.

Adjust the fine focus, condenser, and iris diaphragm as previously described.

After viewing with oil, the lens must be cleaned with fluid designated for this purpose. Remember, use lens paper only. Never use cloth, paper towels, or other paper products on coated optics.

Laboratory Exercise - Practice Using the Microscope

If you are working with partners on this exercise, be sure that everybody in your group uses the microscope.

Obtain a slide of colored threads and view them under the scanning and low power. Use the focusing procedure described above.

1) Can you tell which thread is above the other?

View the threads under high power (400X or 430X). Use the fine focus to focus to determine the order of the threads from top to bottom. As you rotate the fine focus, different strands will go out of focus while others will become more sharply focused. This procedure will therefore enable you to determine the order of the threads.

2) Are all of the threads in focus at the same time?

3) What is the order (from top to bottom)?

"Depth of field" refers to the thickness of the plane of focus. With a large depth of field, all of the threads can be in focused at the same time. With a smaller or narrower depth of field, only one thread or a part of one thread can be focused, everything else will be out of focus. In order to view the other threads, you must focus downward to view the ones underneath and upward to view the ones that are above.

4) What happens to the depth of field when you increase to a higher magnification (increases, decreases, or remains the same)?

5) Explain how the slide with threads could be used to answer the question above.


Talk Overview

This lecture covers the lenses of the microscope and how they are used to focus light onto a specimen and how light from the specimen is focused onto a camera or the retina of an eye. Koehler illumination, which provides even illumination of a sample, is described.

Questions

  1. List three planes in the microscope that are conjugate to image forming planes.
  2. List three planes in the microscope that are conjugate to the illumination (light source) plane
  3. Why do you want to set up Koehler illumination?

Answers

  1. Sample plane, back focal plane of the tube lens (which can be an intermediate image plane or the plane where the camera sensor is positioned), field diaphragm (iris) of the condenser, retina of the eye of observer
  2. Light source, front focal plane of the condenser (aperture iris/diaphragm), back focal plane of the objective, pupil of the eye of the observer
  3. Provide homogeneous, even illumination, be sure that planes in the illumination part of the microscope are correctly aligned with planes in the imaging part of the microscope (essential for many contrasting techniques such as phase and DIC)

Acknowledgements

We thank the mechanical and electronics workshop of the European Molecular Biology Laboratory (EMBL) for customized hardware D. Holzer, T. Schneidt and H. Gustafson for help with the flies and G. Heuvelman and M. Wachsmuth for discussions on optics. We thank S. DeRenzis and the Wieschaus laboratory for the Gap43-mCherry flies and E. Lemke for hardware support. We thank J. Ellenberg for his helpful comments on the manuscript and anonymous reviewers for their constructive comments. We acknowledge the advanced light microscopy facility of EMBL for its kind support. We are grateful for financial support from EMBL, the EMBL Interdisciplinary Postdocs Program (EIPOD) and the Center for Modelling and Simulation in the Biosciences (BIOMS).


Referenties

Ancora, D., Di Battista, D., Giasafaki, G., Psycharakis, S. E., Liapis, E., Ripoll, J., et al. (2017). Phase-retrieved tomography enables mesoscopic imaging of opaque tumor spheroids. Wetenschap. Rep. 7:11854. doi: 10.1038/s41598-017-12193-x

Arranz, A., Dong, D., Zhu, S., Rudin, M., Tsatsanis, C., Tian, J., et al. (2013). Helical optical projection tomography. Opt. Express 21, 25912�. doi: 10.1364/OE.21.025912

Bouchard, M. B., Voleti, V., Mendes, C. S., Lacefield, C., Grueber, W. B., Mann, R. S., et al. (2015). Swept confocally-aligned planar excitation (SCAPE) microscopy for high-speed volumetric imaging of behaving organisms. nat. Photonics 9, 113�. doi: 10.1038/nphoton.2014.323

Bruns, T., Schickinger, S., Wittig, R., and Schneckenburger, H. (2012). Preparation strategy and illumination of three-dimensional cell cultures in light sheet�sed fluorescence microscopy. J. Biomed. Opt. 17:1015181. doi: 10.1117/1.JBO.17.10.101518

Chen, B. C., Legant, W. R., Wang, K., Shao, L., Milkie, D. E., Davidson, M. W., et al. (2014). Lattice light-sheet microscopy: imaging molecules to embryos at high spatiotemporal resolution. Wetenschap 346:1257998. doi: 10.1126/science.1257998

Chronis, N., Zimmer, M., and Bargmann, C. I. (2007). Microfluidics for in vivo imaging of neuronal and behavioral activity in Caenorhabditis elegans. nat. Methoden: 4, 727�. doi: 10.1038/nmeth1075

Combs, C. A., and Shroff, H. (2017). 𠇏luorescence microscopy: a concise guide to current imaging methods,” in Current Protocols in Neuroscience, eds J. N. Crawley, C. R. Gerfen, R. McKay, M. A. Rogawski, D. R. Sibley, and P. Skolnick (Hoboken, NJ: John Wiley & Sons, Inc), 2.1.1𠄲.1.25. doi: 10.1002/cpns.29

Cutrale, F., and Gratton, E. (2012). Inclined selective plane illumination microscopy adaptor for conventional microscopes. Microsc. Onderzoek Tech. 75, 1461�. doi: 10.1002/jemt.22089

de Medeiros, G., Norlin, N., Gunther, S., Albert, M., Panavaite, L., Fiuza, U.-M., et al. (2015). Confocal multiview light-sheet microscopy. nat. gemeenschappelijk. 6:8881. doi: 10.1038/ncomms9881

Dean, K. M., Roudot, P., Reis, C. R., Welf, E. S., Mettlen, M., and Fiolka, R. (2016). Diagonally scanned light-sheet microscopy for fast volumetric imaging of adherent cells. Biophys. J. 110, 1456�. doi: 10.1016/j.bpj.2016.01.029

Dean, K. M., Roudot, P., Welf, E. S., Danuser, G., and Fiolka, R. (2015). Deconvolution-free subcellular imaging with axially swept light sheet microscopy. Biophys. J. 108, 2807�. doi: 10.1016/j.bpj.2015.05.013

Deschout, H., Raemdonck, K., Stremersch, S., Maoddi, P., Mernier, G., Renaud, P., et al. (2014). On-chip light sheet illumination enables diagnostic size and concentration measurements of membrane vesicles in biofluids. Nanoscale 6, 1741�. doi: 10.1039/c3nr04432g

Dunsby, C. (2008). Optically sectioned imaging by oblique plane microscopy. Opt. Express 16, 20306�. doi: 10.1364/OE.16.020306

Edmondson, R., Broglie, J. J., Adcock, A. F., and Yang, L. (2014). Three-dimensional cell culture systems and their applications in drug discovery and cell-based biosensors. Assay Drug Dev. technologie. 12, 207�. doi: 10.1089/adt.2014.573

Ellefsen, K. L., and Parker, I. (2018). Dynamic Ca 2+ imaging with a simplified lattice light-sheet microscope: a sideways view of subcellular Ca 2+ puffs. Cell Calcium 71, 34�. doi: 10.1016/j.ceca.2017.11.005

Fadero, T. C., Gerbich, T. M., Rana, K., Suzuki, A., DiSalvo, M., Schaefer, K. N., et al. (2018). LITE microscopy: tilted light-sheet excitation of model organisms offers high resolution and low photobleaching. J. Cell Biol. 217, 1869�. doi: 10.1083/jcb.201710087

Fahrbach, F. O., Voigt, F. F., Schmid, B., Helmchen, F., and Huisken, J. (2013). Rapid 3D light-sheet microscopy with a tunable lens. Opt. Express 21, 21010�. doi: 10.1364/OE.21.021010

Fischer, R. S., Wu, Y., Kanchanawong, P., Shroff, H., and Waterman, C. M. (2011). Microscopy in 3D: a biologist’s toolbox. Trends Cell Biol. 21, 682�. doi: 10.1016/j.tcb.2011.09.008

Galland, R., Grenci, G., Aravind, A., Viasnoff, V., Studer, V., and Sibarita, J. B. (2015). 3D high-and super-resolution imaging using single-objective SPIM. nat. Methoden: 12, 641�. doi: 10.1038/nmeth.3402

Gao, L., Shao, L., Chen, B.-C., and Betzig, E. (2014). 3D live fluorescence imaging of cellular dynamics using Bessel beam plane illumination microscopy. nat. Protoc. 9, 1083�. doi: 10.1038/nprot.2014.087

Gao, L., Shao, L., Higgins, C. D., Poulton, J. S., Peifer, M., Davidson, M. W., et al. (2012). Noninvasive imaging beyond the diffraction limit of 3D dynamics in thickly fluorescent specimens. Cel 151, 1370�. doi: 10.1016/j.cell.2012.10.008

Gebhardt, J. C. M., Suter, D. M., Roy, R., Zhao, Z. W., Chapman, A. R., Basu, S., et al. (2013) Single-molecule imaging of transcription factor binding to DNA in live mammalian cells. nat. Methoden: 10, 421�. doi: 10.1038/nmeth.2411

Gómez-Gaviro, M. V., Balaban, E., Bocancea, D., Lorrio, M. T., Pompeiano, M., Desco, M., et al. (2017). Optimized CUBIC protocol for three-dimensional imaging of chicken embryos at single-cell resolution. Ontwikkeling 144, 2092�. doi: 10.1242/dev.145805

Greiss, F., Deligiannaki, M., Jung, C., Gaul, U., and Braun, D. (2016). Single-molecule imaging in living drosophila embryos with reflected light-sheet microscopy. Biophys. J. 110, 939�. doi: 10.1016/j.bpj.2015.12.035

Gualda, E. J., Pereira, H., Vale, T., Estrada, M. F., Brito, C., and Moreno, N. (2015). SPIM-fluid: open source light-sheet based platform for high-throughput imaging. Biomed. Opt. Express 6, 4447�. doi: 10.1364/BOE.6.004447

Gualda, E. J., Simão, D., Pinto, C., Alves, P. M., and Brito, C. (2014). Imaging of human differentiated 3D neural aggregates using light sheet fluorescence microscopy. Voorkant. Cel. Neurosci. 8:221. doi: 10.3389/fncel.2014.00221

Gualda, E. J., Vale, T., Almada, P., Feijó, J. A., Martins, G. G., and Moreno, N. (2013). OpenSpinMicroscopy: an open-source integrated microscopy platform. nat. Methoden: 10, 599�. doi: 10.1038/nmeth.2508

Gustavsson, A.-K., Petrov, P. N., Lee, M. Y., Shechtman, Y., and Moerner, W. E. (2018). 3D single-molecule super-resolution microscopy with a tilted light sheet. nat. gemeenschappelijk. 9:123. doi: 10.1038/s41467-017-02563-4

Haslehurst, P., Yang, Z., Dholakia, K., and Emptage, N. (2018). Fast volume-scanning light sheet microscopy reveals transient neuronal events. Biomed. Opt. Express 9, 2154�. doi: 10.1364/BOE.9.002154

Holekamp, T. F., Turaga, D., and Holy, T. E. (2008). Fast three-dimensional fluorescence imaging of activity in neural populations by objective-coupled planar illumination microscopy. neuron 57, 661�. doi: 10.1016/j.neuron.2008.01.011

Huang, T. J. (2013). Introduction to BioMEMS, by Albert Folch. CRC Press, Boca Raton, FL, 2012, 528 pages. ISBN 978-1-43-981839-8 (Hardcover). Microsc. Microanal. 19:506. doi: 10.1017/S1431927613000081

Huisken, J., and Stainier, D. Y. R. (2007). Even fluorescence excitation by multidirectional selective plane illumination microscopy (mSPIM). Opt. Lett. 32, 2608�.

Huisken, J., and Stainier, D. Y. R. (2009). Selective plane illumination microscopy techniques in developmental biology. Ontwikkeling 136, 1963�. doi: 10.1242/dev.022426

Huisken, J., Swoger, J., Del Bene, F., Wittbrodt, J., and Stelzer, E. H. K. (2004). Optical sectioning deep inside live embryos by selective plane illumination microscopy. Wetenschap 305, 1007�. doi: 10.1126/science.1100035

Jiang, H., Zhu, T., Zhang, H., Nie, J., Guan, Z., Ho, C. M., et al. (2017). Droplet-based light-sheet fluorescence microscopy for high-throughput sample preparation, 3-D imaging and quantitative analysis on a chip. Lab Chip 17, 2193�. doi: 10.1039/c7lc00164a

Jonkman, J., and Brown, C. M. (2015). Any way you slice it𠅊 comparison of confocal microscopy techniques. J. Biomol. Tech. 26, 54�. doi: 10.7171/jbt.15-2602-003

Kaufmann, A., Mickoleit, M., Weber, M., and Huisken, J. (2012). Multilayer mounting enables long-term imaging of zebrafish development in a light sheet microscope. Ontwikkeling 139, 3242�. doi: 10.1242/dev.082586

Keller, P. J., and Ahrens, M. B. (2015). Visualizing whole-brain activity and development at the single-cell level using light-sheet microscopy. neuron 85, 462�. doi: 10.1016/j.neuron.2014.12.039

Keller, P. J., and Dodt, H. U. (2012). Light sheet microscopy of living or cleared specimens. Curr. Opin. Neurobiol. 22, 138�. doi: 10.1016/j.conb.2011.08.003

Keller, P. J., Schmidt, A. D., Wittbrodt, J., and Stelzer, E. H. K. (2008). Reconstruction of zebrafish early embryonic development by scanned light sheet microscopy. Wetenschap 322, 1065�. doi: 10.1126/science.1162493

Krzic, U., Gunther, S., Saunders, T. E., Streichan, S. J., and Hufnagel, L. (2012). Multiview light-sheet microscope for rapid in toto imaging. nat. Methoden: 9, 730�. doi: 10.1038/nmeth.2064

Kumar, A., Wu, Y., Christensen, R., Chandris, P., Gandler, W., McCreedy, E., et al. (2014). Dual-view plane illumination microscopy for rapid and spatially isotropic imaging. nat. Protoc. 9, 2555�. doi: 10.1038/nprot.2014.172

Lin, M., Liu, Q., Liu, C., Qiao, X., Shao, C., and Su, X. (2018). Label-free light-sheet microfluidic cytometry for the automatic identification of senescent cells. Biomed. Opt. Express 9, 1692�. doi: 10.1364/BOE.9.001692

Lindström, S., and Andersson-Svahn, H. (2010). Overview of single-cell analyses: microdevices and applications. Lab Chip 10, 3363�. doi: 10.1039/c0lc00150c

Liu, Z., Lavis, L. D., and Betzig, E. (2015). Imaging live-cell dynamics and structure at the single-molecule level. Mol. Cel 58, 644�. doi: 10.1016/j.molcel.2015.02.033

Lorenzo, C., Frongia, C., Jorand, R., Fehrenbach, J., Weiss, P., Maandhui, A., et al. (2011). Live cell division dynamics monitoring in 3D large spheroid tumor models using light sheet microscopy. Cell Div. 6:22. doi: 10.1186/1747-1028-6-22

Mayor, R., and Etienne-Manneville, S. (2016). The front and rear of collective cell migration. nat. ds. Mol. Cel Biol. 17, 97�. doi: 10.1038/nrm.2015.14

McGorty, R., Liu, H., Kamiyama, D., Dong, Z., Guo, S., and Huang, B. (2015). Open-top selective plane illumination microscope for conventionally mounted specimens. Opt. Express 23, 16142�. doi: 10.1364/OE.23.016142

Mcgorty, R., Xie, D., and Huang, B. (2017). High-NA open-top selective-plane illumination microscopy for biological imaging. Opt. Express 25, 17798– 17810. doi: 10.1364/OE.25.017798

Meddens, M. B. M., Liu, S., Finnegan, P. S., Edwards, T. L., James, C. D., and Lidke, K. A. (2016). Single objective light-sheet microscopy for high-speed whole-cell 3D super-resolution. Biomed. Opt. Express 7, 2219�. doi: 10.1364/BOE.7.002219

Mickoleit, M., Schmid, B., Weber, M., Fahrbach, F. O., Hombach, S., Reischauer, S., et al. (2014). High-resolution reconstruction of the beating zebrafish heart. nat. Methoden: 11, 919�. doi: 10.1038/nmeth.3037

Miura, T., Mikami, H., Isozaki, A., Ito, T., Ozeki, Y., and Goda, K. (2018). On-chip light-sheet fluorescence imaging flow cytometry at a high flow speed of 1 m/s. Biomed. Opt. Express 9, 3424�. doi: 10.1364/BOE.9.003424

Nehrhoff, I., Bocancea, D., Vaquero, J., Vaquero, J. J., Ripoll, J., Desco, M., et al. (2016). 3D imaging in CUBIC-cleared mouse heart tissue: going deeper. Biomed. Opt. Express 7, 3716�. doi: 10.1364/BOE.7.003716

Nehrhoff, I., Ripoll, J., Samaniego, R., Desco, M., and Gómez-Gaviro, M. V. (2017). Looking inside the heart: a see-through view of the vascular tree. Biomed. Opt. Express 8, 3110�. doi: 10.1364/BOE.8.003110

Olarte, O. E., Andilla, J., Gualda, E. J., and Loza-Alvarez, P. (2018). Light-sheet microscopy: a tutorial. Adv. Opt. Photonics 10:111. doi: 10.1364/AOP.10.000111

Ozga, A. J., Moalli, F., Abe, J., Swoger, J., Sharpe, J., Zehn, D., et al. (2016). pMHC affinity controls duration of CD8+ T cell-DC interactions and imprints timing of effector differentiation versus expansion. J. Exp. Med. 213, 2811�. doi: 10.1084/jem.20160206

Paiè, P., Bragheri, F., Bassi, A., and Osellame, R. (2016). Selective plane illumination microscopy on a chip. Lab Chip 16, 1556�. doi: 10.1039/C6LC00084C

Pampaloni, F., Ansari, N., and Stelzer, E. H. K. (2013). High-resolution deep imaging of live cellular spheroids with light-sheet-based fluorescence microscopy. Cell Tissue Res. 352, 161�. doi: 10.1007/s00441-013-1589-7

Patra, B., Chen, Y.-H., Peng, C.-C., Lin, S.-C., Lee, C.-H., and Tung, Y.-C. (2013). A microfluidic device for uniform-sized cell spheroids formation, culture, harvesting and flow cytometry analysis. Biomicrofluidics 7:054114. doi: 10.1063/1.4824480

Pitrone, P. G., Schindelin, J., Stuyvenberg, L., Preibisch, S., Weber, M., Eliceiri, K. W., et al. (2013). OpenSPIM: an open-access light-sheet microscopy platform. nat. Methoden: 10, 598�. doi: 10.1038/nmeth.2507

Planchon, T. A., Gao, L., Milkie, D. E., Davidson, M. W., Galbraith, J. A., Galbraith, C. G., et al. (2011). Rapid three-dimensional isotropic imaging of living cells using Bessel beam plane illumination. nat. Methoden: 8, 417�. doi: 10.1038/NMETH.1586

Power, R. M., and Huisken, J. (2017). A guide to light-sheet fluorescence microscopy for multiscale imaging. nat. Methoden: 14, 360�. doi: 10.1038/nmeth.4224

Preibisch, S., Saalfeld, S., Schindelin, J., and Tomancak, P. (2010). Software for bead-based registration of selective plane illumination microscopy data. nat. Methoden: 7, 418�. doi: 10.1038/nmeth0610-418

Regmi, R., Mohan, K., and Mondal, P. P. (2013). MRT letter: light sheet based imaging flow cytometry on a microfluidic platform. Microsc. Onderzoek Tech. 76, 1101�. doi: 10.1002/jemt.22296

Regmi, R., Mohan, K., and Mondal, P. P. (2014). High resolution light-sheet based high-throughput imaging cytometry system enables visualization of intra-cellular organelles. AIP Adv. 4:097125. doi: 10.1063/1.4896260

Ren, K., Dai, W., Zhou, J., Su, J., and Wu, H. (2011). Whole-Teflon microfluidic chips. Proc. Natl. Acad. Sci U.S.A. 108, 8162�. doi: 10.1073/pnas.1100356108

Ridley, A. J. (2003). Cell migration: integrating signals from front to back. Wetenschap 302, 1704�. doi: 10.1126/science.1092053

Rieckher, M. (2013). The Role of mRNA Turnover in Ageing of Caenorhabditis elegans. Novel Tools for Microscopic 3D Imaging. doctoraat thesis, University of Crete, Rethymno.

Ripoll, J., Koberstein-Schwarz, B., and Ntziachristos, V. (2015). Unleashing optics and optoacoustics for developmental biology. Trends Biotechnol. 33, 679�. doi: 10.1016/j.tibtech.2015.08.002

Sackmann, E. K., Fulton, A. L., and Beebe, D. J. (2014). The present and future role of microfluidics in biomedical research. Natuur 507, 181�. doi: 10.1038/nature13118

Santi, P. A., Johnson, S. B., Hillenbrand, M., GrandPre, P. Z., Glass, T. J., and Leger, J. R. (2009). Thin-sheet laser imaging microscopy for optical sectioning of thick tissues. Biotechniques 46, 287�. doi: 10.2144/000113087

Siedentopf, H., and Zsigmondy, R. (1903). �r sichtbarmachung und grössenbestimmung ultramikroskopischer teilchen. Ann. Phys. 4, 1�.

Susaki, E. A., and Ueda, H. R. (2016). Whole-body and whole-organ clearing and imaging techniques with single-cell resolution: toward organism-level systems biology in mammals. Cell Chem. Biol. 23, 137�. doi: 10.1016/j.chembiol.2015.11.009

Swoger, J., Pampaloni, F., and Stelzer, E. H. K. (2014). Imaging cellular spheroids with a single (selective) plane illumination microscope. Koude Lente Harb. Protoc. 2014, 106�. doi: 10.1101/pdb.prot080184

Theer, P., Dragneva, D., and Knop, M. (2016). πSPIM: high NA high resolution isotropic light-sheet imaging in cell culture dishes. Wetenschap. Rep. 6:32880. doi: 10.1038/srep32880

Verveer, P. J., Swoger, J., Pampaloni, F., Greger, K., Marcello, M., and Stelzer, E. H. K. (2007). High-resolution three-dimensional imaging of large specimens with light sheet-based microscopy. nat. Methoden: 4, 311�. doi: 10.1038/nmeth1017

Voie, A. H., Burns, D. H., and Spelman, F. A. (1993). Orthogonal-plane fluorescence optical sectioning: three-dimensional imaging of macroscopic biological specimens. J. Microsc. 170, 229�.

Weber, M., Mickoleit, M., and Huisken, J. (2014). Light sheet microscopy. Methods Cell Biol. 123, 193�.

Whitesides, G. M. (2006). The origins and the future of microfluidics. Natuur 442, 368�. doi: 10.1038/nature05058

Wu, J., Li, J., and Chan, R. K. Y. (2013). A light sheet based high throughput 3D-imaging flow cytometer for phytoplankton analysis. Opt. Express 21, 14474�. doi: 10.1364/OE.21.014474

Wu, Y., Wawrzusin, P., Senseney, J., Fischer, R. S., Christensen, R., Santella, A., et al. (2013). Spatially isotropic four-dimensional imaging with dual-view plane illumination microscopy. nat. Biotechnol. 31, 1032�. doi: 10.1038/nbt.break2713

Wu, J., Zheng, G., and Lee, L. M. (2012). Optical imaging techniques in microfluidics and their applications. Lab Chip 12, 3566�. doi: 10.1039/c2lc40517b

Wu, Y., Ghitani, A., Christensen, R., Santella, A., Du, Z., Rondeau, G., et al. (2011). Inverted selective plane illumination microscopy (iSPIM) enables coupled cell identity lineaging and neurodevelopmental imaging in Caenorhabditis elegans. Proc. Natl. Acad. Wetenschap. U.S.A. 108, 17708�. doi: 10.1073/pnas.1108494108

Wu, Y., Kumar, A., Smith, C., Ardiel, E., Chandris, P., Christensen, R., et al. (2017). Reflective imaging improves spatiotemporal resolution and collection efficiency in light sheet microscopy. nat. gemeenschappelijk. 8:1452. doi: 10.1038/s41467-017-01250-8

Yang, Z., Haslehurst, P., Scott, S., Emptage, N., and Dholakia, K. (2016). A compact light-sheet microscope for the study of the mammalian central nervous system. Wetenschap. Rep. 6:26317. doi: 10.1038/srep26317

Zagato, E., Brans, T., Verstuyft, S., van Thourhout, D., Missinne, J., van Steenberge, G., et al. (2017). Microfabricated devices for single objective single plane illumination microscopy (SoSPIM). Opt. Express 25, 1732�. doi: 10.1364/OE.25.001732

Keywords : light-sheet fluorescence microscopy, SPIM, microdevices, microfluidics, cellular imaging

Citation: Albert-Smet I, Marcos-Vidal A, Vaquero JJ, Desco M, Muñoz-Barrutia A and Ripoll J (2019) Applications of Light-Sheet Microscopy in Microdevices. Voorkant. Neuroanat. 13:1. doi: 10.3389/fnana.2019.00001

Received: 27 September 2018 Accepted: 09 January 2019
Published: 25 January 2019.

Stéphane Pagès, Wyss Center for Bio and Neuroengineering, Switzerland

Giancarlo Ruocco, Istituto Italiano di Tecnologia (IIT), Center for Life NanoScience, Italy
Daniel A. Peterson, Rosalind Franklin University of Medicine and Science, United States

Copyright © 2019 Albert-Smet, Marcos-Vidal, Vaquero, Desco, Muñoz-Barrutia and Ripoll. Dit is een open-access artikel dat wordt verspreid onder de voorwaarden van de Creative Commons Attribution License (CC BY). Gebruik, verspreiding of reproductie in andere fora is toegestaan, op voorwaarde dat de oorspronkelijke auteur(s) en de auteursrechthebbende(n) worden vermeld en dat de oorspronkelijke publicatie in dit tijdschrift wordt geciteerd, in overeenstemming met de aanvaarde academische praktijk. Geen enkel gebruik, verspreiding of reproductie is toegestaan ​​die niet in overeenstemming is met deze voorwaarden.


Bekijk de video: Biologie practicum: Werken met een microscoop (November 2021).