Informatie

Identificatie van viskarkas


Kan iemand de soort van dit viskarkas identificeren?

Deze foto werd genomen in Brooklyn, NY. De vis zou vermoedelijk in Gravesend Bay zijn geweest.


De grote ruitvormige schubben suggereren dat het een steursoort zou kunnen zijn. De locatie is compatibel met wat Wikipedia zegt:

In Noord-Amerika strekken ze zich uit langs de Atlantische kust van de Golf van Mexico tot Newfoundland [...]

Specialisten kunnen de identificatie misschien iets meer verfijnen, op basis van locatie en zichtbare kenmerken.


Lamprei

Lampreien / ˈ l æ m p r i z / (soms onnauwkeurig genoemd) lampreien) zijn een oude bestaande lijn van kaakloze vissen van de orde Petromyzontiformes / ˌ p ɛ t r oʊ m ɪ ˈ z ɒ n t ɪ f ɔːr m iː z / , geplaatst in de superklasse Cyclostomata. De volwassen lamprei kan worden gekenmerkt door een getande, trechterachtige zuigmond. De algemene naam "lamprei" is waarschijnlijk afgeleid van het Latijn lampetra, wat kan betekenen "stone licker" (lambere "likken" + petra "steen"), hoewel de etymologie onzeker is. [3] De meervoudsvorm lamprei wordt soms gezien. [4]

Er zijn ongeveer 38 bekende bestaande soorten prikken en vijf bekende uitgestorven soorten. [5] Parasitaire vleesetende soorten zijn de meest bekende en voeden zich door in het vlees van andere vissen te boren om hun bloed te zuigen [6] maar slechts 18 soorten prikken houden zich bezig met deze micro-roofzuchtige levensstijl. [7] [8] Van de 18 vleesetende soorten migreren er negen van zout water naar zoet water om te broeden (sommige hebben ook zoetwaterpopulaties), en negen leven uitsluitend in zoet water. Alle niet-vleesetende vormen zijn zoetwatersoorten. [9] Volwassenen van de niet-carnivore soorten voeden zich niet, ze leven van reserves die ze als ammocoeten (larven) hebben verworven en die ze verkrijgen door middel van filtervoeding.


Sphyrna mokarran

Een grote hamerhaai vaart door de wateren van de Bahama's. Foto © Petra Oberucova

De grote hamerhaai is de grootste van de hamerhaaien in de familie Sphyrnidae. De "hamerkop", of cephalofoil, is recht en vierkant ten opzichte van de hoofdas van het lichaam. Het lichaam is stevig en klassiek haaivormig met een opvallend hoge, gebogen eerste rugvin. De grote hamerkop is donkerbruin tot lichtgrijs op het dorsale oppervlak, vervaagt naar een crèmekleurige onderkant, met een asymmetrische staartvin. Ze kunnen een maximale lengte bereiken van 18-20 voet (Compagno et al., 2005). Deze warmwaterkusthaai eet beenvissen en ongewervelde dieren, evenals andere haaien en roggen (Denham et al., 2007). Vanwege hun omvang en onvoorspelbare karakter moeten ze met de nodige voorzichtigheid worden behandeld (ISAF 2018).

Leuk weetje: zoals alle haaien en roggen hebben hamerhaaien kleine poriën of 'ampullen van Lorenzini'8221, verspreid over het ventrale oppervlak van hun hoofd. De poriën zijn met gel gevuld en dienen als zeer gevoelige elektrische receptoren die onder andere worden gebruikt om de elektrische signalen te detecteren die worden uitgezonden door potentiële prooidieren, inclusief die welke onder het zand zijn begraven, zoals pijlstaartroggen.

Bestel – Carcharhiniformes Familie – Sphyrnidae Geslacht – Sphyrna Soort – mokarran

Veelvoorkomende namen

Gemeenschappelijke namen in het Engels zijn onder meer grote hamerhaai, hamerhaai met gehurkte kop (Denham, et al. 2007). Andere veelgebruikte namen zijn:

Arabisch: Abu Garn, Akra‎, Jarjur
Fins: Isovasarahai
Frans: Grand requin marteau
Duits: Großer hammerhai
Grieks: Megalozygena
Italiaans: Grande squalo martello, Pesce martello maggiore
Japans: Nami-shumokuzame, Hira-shumokuzame
Maleis: Hiu tukul, Hiu parang
Pools: Glowomlot olbrzymi
Portugees: Cação-martelo, Cambeva, Martello, Peix martelo
Somalisch: Cawar
Spaans: Cachona, Cachona Grande, Cornuda de ley, Cornuda gigante, pez martillo, tollo cruz, martillo
Swahili: Papa mbingusi

Belang voor mensen

Een grote hamerhaai en duiker in de Bahama's. Foto © Petra Oberucova

Grote hamerhaaien worden zowel commercieel als recreatief bevist en worden zeer gewaardeerd om hun grote vinnen in de Aziatische vinnenhandel. Het vlees wordt zelden geconsumeerd. Leverolie wordt gebruikt bij de productie van vitamines, huiden worden gebruikt voor leer en karkassen voor vismeel. Hoewel het over het algemeen geen doelwit is, wordt de grote hamerhaai regelmatig gevangen in tropische gebieden met beuglijnen, bodemnetten, haak-en-lijn en trawls (Denham et al., 2007). Ze zijn ook populair bij recreatieve vissers die er vaak vanaf de kustlijn op vissen met oppervlakteaas. Terwijl deze dieren een spannend gevecht leveren, worden ze snel moe en behoren tot de fysiologisch fragielere soorten

Gevaar voor mensen

Volgens het International Shark Attack File zijn er 17 niet-uitgelokte aanvallen geweest zonder dodelijke afloop voor alle soorten van het geslacht Sphyrna. Er zijn echter maar weinig aanvallen die direct aan deze soort kunnen worden toegeschreven, omdat het over het algemeen moeilijk is om onderscheid te maken tussen soorten hamerhaaien die bij aanvallen betrokken zijn. Vanwege zijn grote omvang en de verscheidenheid aan prooien die deze soort zal consumeren, moet deze soort met respect en voorzichtigheid worden behandeld (ISAF, 2018).

Behoud

IUCN Rode Lijst Status: Bedreigd

In de VS worden hamerhaaien (met uitzondering van de bonnethead, een veel kleinere kustsoort) gegroepeerd met grote kustsoorten, een groep die volgens biologen bijzonder kwetsbaar is voor overbevissing. Hoewel hij niet het doelwit is, wordt de grote hamerhaai gevangen door kieuwnetten en beuglijnen en als bijvangst in de visserij met drijfnetten. De mortaliteit is meer dan 90%, hoewel er weinig gegevens beschikbaar zijn over de impact van de visserij op de gezondheid van de bevolking. Verschillende soorten hamerhaaien zijn vaak moeilijk te onderscheiden in de visserij op volle zee, tenzij er getrainde waarnemers aan boord zijn. Als gevolg hiervan worden bijvangstgegevens zelden uitgesplitst naar soort. Grote hamerhaaien zijn zeer gewild bij de vinnenindustrie. Vaak worden de vinnen illegaal van het dier verwijderd en wordt het lichaam in zee weggegooid, zonder dat de vangst wordt gemeld. Verschillende landen en organisaties, waaronder de VS, Australië en de EU, hebben een verbod op het vinnen van haaien ingevoerd om deze praktijk te voorkomen (Denham et al., 2007).

De IUCN is een wereldwijde unie van staten, overheidsinstanties en niet-gouvernementele organisaties in een partnerschap dat de staat van instandhouding van soorten beoordeelt.

Geografische distributie

Werelddistributie van de grote hamerhaai. Kaart © Chondrichthyan Tree of Life

Circumtropisch in verspreiding, wordt de grote hamerhaai gevonden in warme gematigde en tropische kustwateren binnen een breedtegraad van 40 ° N en 35 ° Z (Denham et al., 2007). In de westelijke Atlantische Oceaan strekt het zich uit van het zuiden van Noord-Carolina (VS) tot Uruguay, inclusief de Golf van Mexico en de Caribische regio's. In de oostelijke Atlantische Oceaan strekt het zich uit van Marokko tot Senegal, inclusief de Middellandse Zee. De verspreiding van de grote hamerhaai omvat de Indische Oceaan en de Indo-Pacifische regio van de Ryukyu-eilanden tot Nieuw-Caledonië en Frans-Polynesië. In de oostelijke Stille Oceaan strekt het zich uit van het zuiden van Baja, Californië (VS) door Mexico, naar het zuiden tot Peru. De grote hamerhaai wordt beschouwd als een over grote afstand trekkende soort in bijlage I van het Verdrag van 1982 inzake het recht van de zee (FAO 1994).

Habitat

Deze grote kust-/semi-oceanische haai wordt ver uit de kust gevonden tot een diepte van 300 meter (Myers, 1999), maar komt vaak voor in ondiepe kustgebieden zoals boven continentale platen en lagunes tot een diepte van 80 meter (Denham et al., 2007). De grote hamerhaai migreert per seizoen, waarbij sommige populaties tijdens de zomermaanden poolwaarts bewegen naar koelere wateren (Denham et al., 2007).

Onderscheidende kenmerken

Grote hamerhaai (Sphyrna mokarran). Illustratie met dank aan FAO, Soortidentificatie en Biodata

1. Voorste rand van cephalofoil recht en hamervormig met een prominente inkeping op de middellijn

2. Eerste rugvin hoog en teruggebogen

3. Bekkenvinnen zijn groot met een prominente voorrand en een teruggebogen achterrand

Biologie

De grote hamerhaai is een zeer grote haai met de karakteristieke hamervormige kop waaraan hij zijn gewone naam ontleent. De voorste rand van de kop is bijna recht met een ondiepe inkeping in het midden bij volwassen grote hamerhaaien, wat het onderscheidt van de gladde hamerkop en geschulpte hamerkop (Compagno et al., 2005). De eerste rugvin is erg hoog met een spitse punt en is sterk sikkelvormig en teruggebogen van vorm, terwijl de tweede rugvin ook hoog is met een sterk concave achterrand (Compagno et al., 2005). De oorsprong van de eerste rugvin ligt tegenover of iets achter de borstvinoksel, waarbij de vrije achterste punt tot boven de oorsprong van de buikvinnen reikt. De achterste randen van de buikvinnen zijn hol en sikkelvormig van vorm, niet te zien bij geschulpte hamerhaai (S. lewini). De achterste rand van de anaalvin is diep gekerfd.

Grote hamerhaaienverschillen tussen de A. Juvenile en B. Adult hoofdmorfologie. Illustratie met dank aan Bigelow en Schroeder (1948) FNWA

De voorste rand van het hoofd is meer teruggebogen bij juvenielen in opvallend contrast met de bijna rechte rand die wordt gezien bij volwassenen van dezelfde soort.

Momenteel worden 9 verschillende soorten hamerhaaien erkend. Ze kunnen worden onderscheiden door een combinatie van grootte en de vormen van hun cephalofoils. Er zijn 4 grote soorten: de geschulpte hamerkop, S.lewini de recent beschreven Carolina-hamerkop, S. gilberti de gladde hamerkop, S. zygaena en de grote hamerkop, S. mokarran. De geschulpte hamerkop (S. lewini) en Carolina-hamerkop zijn qua uiterlijk niet te onderscheiden. Ze kunnen alleen worden onderscheiden op basis van hun verschillende werveltellingen en genetische gegevens. Beide kunnen echter worden onderscheiden van de andere 2 grote soorten hamerhaaien door hun karakteristieke '82204-scallop'-8221 patroon van inkepingen aan de voorste rand van de kopvleugels. De gladde hamerkop (S. zygaena) heeft een kop die qua algemene vorm vergelijkbaar is met de geschulpte hamerkop, maar heeft niet de centraal geplaatste inkeping of inkeping die kenmerkend is voor de geschulpte hamerkop. De 5 kleinere soorten (S. tudes, S. corona, S. media, S. tiburo en E. blochii) zullen waarschijnlijk niet worden verward met de 4 grotere soorten.

Kleur
Het dorsale oppervlak van de grote hamerkop is donkerbruin tot lichtgrijs of zelfs olijfkleurig en vervaagt naar een lichter wit aan de onderkant. De vinnen missen opvallende markeringen bij volwassenen, terwijl de top van de tweede rugvin schemerig kan lijken bij jonge exemplaren.

gebit
De tanden van deze hamerhaai zijn driehoekig en sterk gekarteld, maar steeds schuiner naar de mondhoeken. Er zijn 17 tanden aan weerszijden van de 2-3 tanden bij de symphysis in de bovenkaak en 16 of 17 tanden aan weerszijden van de 1-3 tanden bij de symphysis in de onderkaak.

tanden
De huid is bedekt met dermale denticles die dicht bij elkaar liggen en overlappen langs de voor- en zijranden. Elk blad is ruitvormig en glad langs de basis. Er zijn 3-5 ribbels op elk blad op kleine exemplaren en maar liefst 5 of 6 bij grotere exemplaren. De tanden langs de achterste rand zijn kort met de middentand iets langer dan de andere tanden.

Grootte, leeftijd en groei
Als de grootste van de hamerhaaien weegt de grote hamerhaai gemiddeld meer dan 230 kg. Het wereldrecord grote hamerhaai werd gevangen voor de kust van Sarasota, Florida (VS) met een gewicht van 991 pond (450 kg). De grootste gerapporteerde lengte van een grote hamerhaai is 20 voet (610 cm). De verwachte levensduur van de soort is 20-30 jaar.

In de wateren voor de kust van Australië worden mannetjes volwassen met een lengte van 2,25 m (7,4 voet), wat overeenkomt met een gewicht van 51 kg (113 pond) en vrouwtjes zijn volwassen met een totale lengte van 2,10 m (6,9 voet), wat overeenkomt met een gewicht van 90 pond (41 kg) (Stevens en Lyle, 1989).

Grote hamerkop. Foto © Petra Oberucova

Grote hamerhaaien zijn actieve roofdieren en jagen op een grote verscheidenheid aan mariene organismen, van ongewervelde dieren tot beenvissen en haaien. Het is bekend dat ze, indien beschikbaar, de voorkeur geven aan pijlstaartroggen en andere batoïden (Compagno et al., 2005). Grote hamerhaaien worden beschouwd als kannibalistisch en eten individuen van hun eigen soort als voedsel schaars is (Myers et al., 2007).

Reproductie
Zoals bij alle hamerhaaien, is de soort levendbarend met voeding voor de zich ontwikkelende embryo's die wordt geleverd via een dooierzak-placenta. Na een draagtijd van ongeveer 11 maanden vindt de geboorte plaats in de lente of zomer op het noordelijk halfrond (Denham et al., 2007). De nesten variëren in aantal van 6 tot 42 jongen met een totale lengte van 50 tot 70 cm (Compagno et al., 2005). Vrouwtjes broeden eens in de twee jaar (Stevens en Lyle, 1989).

Roofdieren
Grotere haaien zullen jagen op jonge en sub-volwassen grote hamerhaaien. Er zijn geen grote predatoren van de adulten (Myers et al. 2007).

parasieten
Copepods gevonden op grote hamerhaaien omvatten: Alebion carchariae, A. elegans, Nesippus orientalis, N. crypturus, Eudactylina pollex, Kroyeria gemursa, en Nemesis atlantica.

Taxonomie

De grote hamerhaai werd oorspronkelijk beschreven als: Zygaena mokarran door de Duitse natuuronderzoeker Eduard Rüppell in 1837, maar hij veranderde deze naam in de momenteel geldige Sphyrna mokarran later datzelfde jaar. De naam Sphyrnavertaalt van het Grieks naar de Engelse taal '8220hammer'8221, verwijzend naar de hamervormige kop van deze soort. Synoniemen die in eerdere wetenschappelijke literatuur werden gebruikt, zijn onder meer: Sphyrna-tudes (Valenciennes 1822), Zygaena dissimilis (Murray 1887) en Sphyrna ligo (Fraser-Brunner 1950).

Er zijn ongeveer 10 verwante soorten hamerhaaien in tropische en gematigde streken, waaronder de bonnethead (Sphyrna tiburo), geschulpte hamerkop (Sphyrna lewini), en gladde hamerkop (Sphyrna zygaena).

Referenties

Compagno, L., Dando, M., & Fowler, S. (2005). Een veldgids voor de haaien van de wereld. Londen: Harper Collins Publishers Ltd.

Denham, J., Stevens, JD, Simpfendorfer, C., Heupel, MR, Cliff, G., Morgan, A., Graham, R., Ducrocq, M., Dulvy, NK, Seisay, M., Asber, M ., Valenti, SV, Litvinov, F., Martins, P., Lemine Ould Sidi, M., Tous, P. & Bucal, D. 2007. Sphyrna mokarran. De IUCN Rode Lijst van Bedreigde Soorten 2007: e.T39386A10191938.

McComb, D.M., Tricas, T.C. en S.M. Kajiura. (2009). Verbeterde gezichtsvelden bij hamerhaaien. Journal of Experimental Biology 2012: 4010-4018

Myers, R.A., Baum, J.K., Shepherd, T.D., Powers, S.P. en C.H. Peterson. (2007). Trapsgewijze effecten van het verlies van Apex roofzuchtige haaien uit een kustoceaan. Wetenschap 315: 1846-1850.

Snyder, D.B. & Burgess GH (2016). Hamerhaaien familie Sphyrnidae. Zeevissen van Florida 2016: 37-38.

Stevens, JD en Lyle, JM 1989. Biologie van drie hamerhaaien (Eusphyra blochii, Sphyrna mokarran en S. lewini) uit Noord-Australië. Australian Journal of Marine and Freshwater Research 40:129-146.

Herzien door Lindsay French, Jennifer Dorrian en Gavin Naylor 2018


Materialen en methodes

Ethische uitspraak

Alle vissoorten werden gevangen in het offshoregebied (geen nationale parken, andere beschermde gebieden of privégebieden, enz.), dus er waren geen specifieke toestemmingen vereist voor deze locaties/activiteiten. Voor dit onderzoek was geen ethische goedkeuring vereist omdat er geen bedreigde of beschermde vissoorten bij betrokken waren. Het verzamelen en onderhouden van monsters werd uitgevoerd in strikte overeenstemming met de aanbevelingen van Animal Care Quality Assurance in China.

Sample collectie

Alle visspecimens werden gevangen met een treknet op negen locaties in de Straat van Taiwan (Fig 1, Tabel 1). Alle exemplaren werden morfologisch geïdentificeerd door experts en taxonomen, die voornamelijk de identificatiesleutels van Liu et al volgden. (2013)[15]. In totaal werden 284 vismonsters gekozen voor het onderzoek en het gemiddelde aantal individuen per soort was 3. De voucher-exemplaren werden gefixeerd met 95% ethanol en gedeponeerd in het Marine Biological Sample Museum van het Third Institute of Oceanography, State Oceanic Administration . Na morfologisch onderzoek werden spierweefselmonsters van elk monster ontleed en bewaard in 95% ethanol bij -20°C.

Totaal DNA werd geëxtraheerd uit een klein stukje ethanol-geconserveerd weefsel volgens de standaard DNA-barcoderingsmethoden voor vissen [2]. Ongeveer 655 bp werden geamplificeerd uit het 5'-gebied van het COI-gen met behulp van de primers beschreven in Ward et al. [2]:

De amplificatiereactie werd uitgevoerd in een totaal volume van 25 l, inclusief 16,25 μl ultrapuur water, 2,25 l 10× PCR-buffer, 1,25 mM MgCl2, elke dNTP bij 0,2 mM, elke primer bij 2 mM, 1,25 U Taq DNA-polymerase en 1 l DNA-template. De thermische cyclusomstandigheden bestonden uit een eerste stap van 2 min bij 95°C gevolgd door 35 cycli van denatureren (94°C, 30 s), uitgloeien (54°C, 30 s) en verlenging (72°C, 1 min) , met een laatste verlenging bij 72 °C gedurende 10 minuten werden de monsters vervolgens op 4 °C gehouden. De PCR-monsters werden gescreend op het bestaan ​​van PCR-producten op een 1,0% agarosegel. Sequentiebepaling in beide richtingen werd uitgevoerd door Sangon Biotech (Shanghai).

Gegevensanalyses

Sequenties werden handmatig bewerkt met behulp van het SeqMan-programma (DNAStar-software) in combinatie met het handmatig proeflezen van elke base van de gesplitste sequenties, zodat ze correct waren voordat ze bij GenBank werden ingediend (tabel 1). Vervolgens werden de sequenties uitgelijnd met behulp van ClustalW in MEGA 6.0-software en werden parameters berekend, waaronder de sequentielengte, GC-inhoud, polymorfe loci en spaarzame informatieve sites. De afstanden binnen soorten en tussen soorten werden berekend met behulp van het Kimura-2-parameter (K2P) -model [16] een fylogenetische boom werd geconstrueerd met behulp van de buurman-joining (NJ) -methode. De geloofwaardigheid van de clade in de boom die werd verkregen met behulp van de NJ-methode, werd getest door bootstrapping, waarbij 1000 herhaalde steekproeven werden uitgevoerd om de ondersteuningswaarden van de clade-knooppunten te verkrijgen.


Ansfield M, Reaney SD, Jackman R (2000) Productie van een gevoelige immunoassay voor detectie van eiwitten van herkauwers en varkens, verwarmd tot >130°C bij 2,7 bar, in mengvoeders voor dieren. Voedsel Agric Immunol 12:273-284. doi:10.1080/09540100020008146

Antunes A, Ramos MJ (2005) Ontdekking van een groot aantal voorheen niet-herkende mitochondriale pseudogenen in visgenomen. Genomica 86:708-717. doi:10.1016/j.ygeno.2005.08.002

Aranishi F, Okimoto T, Ohkubo M (2005) Moleculaire identificatie van commerciële gekruide koolviskuitproducten door PCR-RFLP-analyse. J Voedsel Sci 70:235–238

Asensio L (2007) PCR-gebaseerde methoden voor authenticatie van vis en visserijproducten. Trends Food Sci Technol 18:558-566. doi:10.1016/j.tifs.2007.04.016

Asensio L, Montero A (2008) Analyse van de etikettering van verse vis in Spaanse viswinkels. Voedselcontrole 19:795-799. doi:10.1016/j.foodcont.2007.08.005

Asensio L, González I, García T et al (2008) Bepaling van voedselauthenticiteit door enzymgekoppelde immunosorbenttest (ELISA). Voedselcontrole 19:1–8. doi:10.1016/j.foodcont.2007.02.010

Babola O, Desvarenne S, Lacroix B et al (2004) L'identification des espèces animales dans l'alimentation humaine et animale: een voorbeeld van de toepassing van de technologie des puces à ADN. Bull Soc Fr Micr 19:30–36

Balitzki-Korte B, Anslinger K, Bartsch C, Rolf (2005) Soortidentificatie door middel van pyrosequencing van het mitochondriale 12S-rRNA-gen. Int J Legal Med 119:291-294. doi:10.1007/s00414-005-0537-9

Bartlett S, Davidson W (1992) FINS (forensisch informatieve nucleotidesequencing): een procedure voor het identificeren van de dierlijke oorsprong van biologische monsters. Biotechnieken 3:408-411

Benesh DP, Hasu T, Suomalainen LR et al (2006) Betrouwbaarheid van mitochondriaal DNA in een acanthocephalan: het probleem van pseudogenen. Int J Parasitol 36:247–254. doi:10.1016/j.ijpara.2005.09.008

Bensasson D, Zhang D, Hartl DL (2001) Mitochondriale pseudogenen: misplaatste getuigen van evolutie. Trends Ecol Evol 16:314–321. doi:10.1016/S0169-5347(01)02151-6

Birstein VJ, Doukakis P, Sorkin B et al (1998) Analyse van populatieaggregatie van drie kaviaarproducerende soorten steuren en implicaties voor de soortidentificatie van zwarte kaviaar. Conserv Biol 12:766–775. doi:10.1046/j.1523-1739.1998.97081.x

Blaxter M (2003) Moleculaire systematiek: engelen tellen met DNA. Natuur 421:122-124. doi:10.1038/421122a

Blaxter M (2004) De belofte van een DNA-taxonomie. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci 359:669–679. doi:10.1098/rstb.2003.1447

Bossier P (1999) Authenticatie van zeevruchtenproducten door DNA-patronen. J Voedsel Sci 64: 189-193. doi:10.1111/j.1365-2621.1999.tb15862.x

Bower MA, Spencer M, Matsumura S et al (2005) Hoeveel klonen moeten worden gesequenced van een enkel forensisch of oud DNA-monster om een ​​betrouwbare consensussequentie te bepalen? Nucleïnezuren Res 33:2549-2556. doi:10.1093/nar/gki550

Bucciarelli G, Golani D, Bernardi G (2002) Genetische cryptische soorten als biologische indringers: het geval van een Lessepsian vismigrant, de winterharde silverside Atherinomorus lacunosus. J Exp Mar Biol Ecol 273:143-149. doi:10.1016/S0022-0981(02)00138-7

Byrkjedal I, Rees DJ, Willassen E (2007) Lumping lumpsuckers: moleculaire en morfologische inzichten in de taxonomische status van Eumicrotremus spinosus (Fabricius, 1776) en Eumicrotremus eggvinii Koefoed, 1956 (Teleostei: Cyclopteridae). J Vis Biol 71:111-131. doi:10.1111/j.1095-8649.2007.01550.x

Callejas C, Ochando MD (2001) Moleculaire identificatie (RAPD) van de acht soorten van het geslacht Barbus (Cyprinidae) op het Iberisch schiereiland. J Vis Biol 59:1589-1599. doi:10.1111/j.1095-8649.2001.tb00223.x

Carr SM, Kivlichan DS, Pepin P et al (1999) Moleculaire systematiek van gadid-vissen: implicaties voor de biogeografische oorsprong van Pacifische soorten. Kan J Zool 77:19-26. doi: 10.1139/cjz-77-1-19

Carrera E, García T, Céspedes A et al (2000) Differentiatie van gerookt Salmo salar, Oncorhynchus mykiss en Brama raii met behulp van de nucleaire marker 5S rDNA. Int J Food Sci Technol 35:401–406. doi:10.1046/j.1365-2621.2000.00404.x

Casper RM, Jarman SN, Deagle BE et al (2007) Detectie van prooien van DNA in roofdieruitwerpselen: een vergelijking met morfologische analyse, met behulp van Arctocephalus zeehonden kregen een bekend dieet. J Exp Mar Biol Ecol 347:144-154. doi:10.1016/j.jembe.2007.04.002

Chakraborty A, Aranishi F, Iwatsuki Y (2007) Polymerase-kettingreactie-beperking fragmentlengte polymorfisme-analyse voor soortidentificatie van haarstaartvisfilets van supermarkten in Japan. Vis Sci 73: 197-201. doi:10.1111/j.1444-2906.2007.01319.x

Chapela MJ, Sotelo CG, Pérez-Martín RI et al (2007) Vergelijking van DNA-extractiemethoden uit spieren van ingeblikte tonijn voor identificatie van soorten. Voedselcontrole 18:1211-1215. doi:10.1016/j.foodcont.2006.07.016

Civera T (2003) Soortidentificatie en veiligheid van visproducten. Vet Res Commun 27:481-489. doi:10.1023/B:VERC.0000014205.87859.ab

Comesana AS, Abella P, Sanjuan A (2003) Moleculaire identificatie van vijf commerciële platvissoorten door PCR-RFLP-analyse van een 12 rRNA-genfragment. J Sci Food Agric 83:752-759. doi:10.1002/jsfa.1368

Comi G, Lacumi L, Rantsiou (2005) Moleculaire methoden voor de differentiatie van soorten die worden gebruikt bij de productie van kabeljauw kunnen commerciële fraude detecteren. Voedselcontrole 16:37-42. doi:10.1016/j.foodcont.2003.11.003

Cooper A, Wayne R (1998) Nieuwe toepassingen voor oud DNA. Curr Opin Biotechnol 9:49-53. doi:10.1016/S0958-1669(98)80083-9

Dalmasso A, Civera T, Bottero MT (2006) Biomoleculaire benaderingen voor de identificatie van tonijnsoorten. Vet Res Commun 30:179-181. doi:10.1007/s11259-006-0035-7

Deagle B, Tollit D, Jarman S et al (2005) Moleculaire scatologie als hulpmiddel om het dieet te bestuderen: analyse van prooi-DNA in uitwerpselen van in gevangenschap levende Steller-zeeleeuwen. Mol Ecol 14:1831-1842. doi:10.1111/j.1365-294X.2005.02531.x

DeSalle R, Egan MG, Siddall M (2005) De onheilige drie-eenheid: taxonomie, soortafbakening en DNA-barcodering. Philos Trans R Soc B 360: 1905-1916. doi:10.1098/rstb.2005.1722

Doiron S, Bernatchez L, Blier P (2002) Een vergelijkende mitogenomische analyse van de potentiële adaptieve waarde van Arctic charr mtDNA-introgressie in brook charr-populaties (Salvelinus fontinalis Mitchel). Mol Biol Evol 19: 1902-1909

Ercolini D (2004) PCR-DGGE-vingerafdrukken: nieuwe strategieën voor de detectie van microben in voedsel. J Microbiol-methoden 56:297-314. doi:10.1016/j.mimet.2003.11.006

Etienne M, Jerome M, Fleurence J et al (2000) Identificatie van vissoorten na koken door SDS-PAGE en ureum IEF: een gezamenlijk onderzoek. J Agric Food Chem 48:2653-2658. doi:10.1021/jf990907k

Forster P (2003) Vergissen is menselijk. Ann Hum Genet 67:2–4. doi:10.1046/j.1469-1809.2003.00002.x

Fox CJ, Taylor MI, Pereyra R et al (2005) TaqMan DNA-technologie bevestigt waarschijnlijke overschatting van kabeljauw (Gadus morhua L.) Ei-overvloed in de Ierse Zee: implicaties voor de beoordeling van het kabeljauwbestand en het in kaart brengen van paaigebieden met behulp van op eieren gebaseerde methoden. Mol Ecol 14:879-884. doi:10.1111/j.1365-294X.2005.02439.x

Froese R, Pauly P (eds) (2008) FishBase. Elektronische publicatie van het World Wide Web. www.fishbase.org, versie (06/2008)

Gharrett AJ, Gray AK, Heifetz J (2001) Identificatie van roodbaars (Sebastes spp.) door restrictieplaatsanalyse van de mitochondriale ND-3/ND-4- en 12S/16S-rRNA-genregio's. Fish Bull (Wassen D C) 99:49-62

Gilbert MT, Bandelt HJ, Hofreiter M et al (2005) Beoordeling van oude DNA-onderzoeken. Trends Ecol Evol 20:541-544. doi:10.1016/j.tree.2005.07.005

Granadeiro JP, Silva MA (2000) Het gebruik van otolieten en wervels bij de identificatie en grootteschatting van vissen in roofdier-prooistudies. Cybium 24:383-393

Greig TW, Moore MK, Woodley CM (2005) Mitochondriale gensequenties die nuttig zijn voor de identificatie van soorten van westelijke haaien in de Noord-Atlantische Oceaan. Fish Bull (Was D C) 103:516–523

Hanner RH, Gregory TR (2007) Onderzoek naar genomische diversiteit en de rol van biorepositories. Cell Pres Tech 5:93-103. doi:10.1089/cpt.2007.9993

Harris DJ (2003) Kunt u op GenBank rekenen? Trends Ecol Evol 18:317-319. doi:10.1016/S0169-5347(03)00150-2

Hebert PDN, Cywinska A, Ball SL et al (2003) Biologische identificaties door middel van DNA-barcodes. Proc R Soc Lond Ser B Biol Sci 270:313-321. doi:10.1098/rspb.2002.2218

Heist EJ, Gold JR (1999) Genetische identificatie van haaien in de Amerikaanse visserij op grote kusthaaien. Fish Bull (Wash D C) 97:53-61

Hoelzel AR (2001) Haaien in vinnensoep. Behoud Genet 2:69-72. doi:10.1023/A:1011590517389

Horstkotte B, Rehbein H (2003) Identificatie van vissoorten door middel van restrictiefragmentlengtepolymorfisme en high-performance vloeistofchromatografie. J Voedsel Sci 68:2658-2666. doi:10.1111/j.1365-2621.2003.tb05785.x

Hsieh HS, Hwang DF (2004) Moleculaire fylogenetische relaties van kogelvissen afgeleid van gedeeltelijke sequenties van cytochroom B gen en restrictiefragment lengte polymorfisme analyse. J Agric Food Chem 52:4159-4165. doi:10.1021/jf035462l

Hubalkova Z, Kralik P, Tremlova B et al (2007) Methoden voor de identificatie van gadoïde vissoorten in voedsel en hun economische impact in Tsjechië: een overzicht. Dierenarts Med 52:273-292

Iff Bij F (2002) Mullets van Korangi Creek, Karachi. Rec Zool Surv Pak 14:11-18

Janzen DH (2004) Dit is het moment. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci 359:731–732. doi:10.1098/rstb.2003.1444

Jarman S, Deagle B, Gales N (2004) Groepsspecifieke polymerasekettingreactie voor op DNA gebaseerde analyse van soortendiversiteit en identiteit in voedingsmonsters. Mol Ecol 13:1313-1322. doi:10.1111/j.1365-294X.2004.02109.x

Jérôme M, Lemaire C, Verrez-Bagnis V et al (2003) Directe sequencingmethode voor soortidentificatie van ingeblikte sardine- en sardineachtige producten. J Agric Food Chem 51:7326-7332. doi:10.1021/jf034652t

King RA, Read DS, Traugott M et al (2008) Moleculaire analyse van predatie: een overzicht van de beste praktijken voor op DNA gebaseerde benaderingen. Mol Ecol 17:947-963. doi:10.1111/j.1365-294X.2007.03613.x

Klossa-Kilia E, Papasotiropoulos V, Kilias G et al (2002) Authenticatie van Messolongi (Griekenland) viskuit met behulp van PCR-RFLP-analyse van 16s RNA-mtDNA-segment. Voedselcontrole 13:169-172. doi:10.1016/S0956-7135(01)00097-4

Kocher TD, Thomas WK, Meyer A et al (1989) Dynamica van mitochondriaal DNA-evolutie bij dieren: amplificatie en sequentiebepaling met geconserveerde primers. Proc Natl Acad Sci VS 86:6196-6200. doi:10.1073/pnas.86.16.6196

Kochzius M, Nölte M, Weber H et al (2008) DNA-microarrays voor het identificeren van vissen. Mar Biotechnol 10:207-217. doi:10.1007/s10126-007-9068-3

Kon T, Yoshino T, Mukai T et al (2007) DNA-sequenties identificeren talloze cryptische soorten gewervelde dieren: een les van de gobioïde vis Schindleria. Mol Phylogenet Evol 44:53-62. doi:10.1016/j.ympev.2006.12.007

Kvasnička F (2005) Capillaire elektroforese in voedselauthenticiteit. J sep Sci 28:813–825

Lakra WS, Goswami M, Mohindra V, Lal KK, Punia P (2007) Moleculaire identificatie van vijf Indiase scianids (vissen: perciformes, sciaenidae) met behulp van RAPD-markers. Hydrobiologie 583:359-363

Li Z, Gray AK, Love MS et al (2006) Een sleutel tot geselecteerde roodbaars (Sebastes spp.) op basis van mitochondriaal DNA-restrictiefragmentanalyse. Fish Bull 104: 182-196

Lin WF, Hwang DF (2007) Toepassing van PCR-RFLP-analyse op soortidentificatie van ingeblikte tonijn. Voedselcontrole 18:1050-1057

Lipscomb D, Platnick N, Wheeler Q (2003) De intellectuele inhoud van taxonomie: een commentaar op DNA-taxonomie. Trends Ecol Evol 18:65–66

Lockley AK, Bardsley RG (2000) DNA-gebaseerde methoden voor voedselauthenticatie. Trends Food Sci Tech 11:67–77

Ludwig A, Congiu L, Pitra C (2003) Niet-concordante evolutionaire geschiedenis van moederlijke en vaderlijke afstammingen in Adriatische steur. Mol Ecol 12:3253-3264

Mackie IM, Pryde SE, Gonzales-Sotelo C et al (1999) Uitdagingen bij de identificatie van soorten ingeblikte vis. Trends Food Sci Tech 10:9–14

Mafra I, Ferreira I, Beatriz M et al (2008) Voedselauthenticatie door op PCR gebaseerde methoden. Eur Food Res Technol 227:649–665

Maldini M, Marzano FN, Fortes GG et al (2006) Traceerbaarheid van vissen en zeevruchten op basis van AFLP-markers: uitwerking van een soortendatabase. Aquacultuur 261:487-494

Mallet J, Willmott K (2003) Taxonomie: renaissance of toren van Babel? Trends Ecol Evol 18:57–59

Maretto F, Reffo E, Dalvit C et al (2007) Het vinden van op 16S-rRNA-gen gebaseerde SNP's voor de genetische traceerbaarheid van commerciële soorten die tot Gadiformes behoren. Ital J Anim Sci 6:161-163

Marko PB, Lee SC, Rice AM (2004) Visserij: verkeerde etikettering van een uitgeputte rifvis. Natuur 430:309–310

Martin AP, Palumbi SR (1993) Eiwitevolutie in verschillende cellulaire omgevingen: cytochroom B bij haaien en zoogdieren. Mol Biol Evol 10:873–891

Masri S, Rast H, Ripley T et al (2002) Detectie van genetisch gemodificeerde coho-zalm met behulp van polymerasekettingreactie (PCR) -amplificatie. J Agric Food Chem 50:3161-3164

Matejusová I, Doig F, Middlemas SJ et al (2008) Kwantitatieve real-time PCR gebruiken om zalmachtigen te detecteren in scats of grey Halichoerus grypus en haven Phoca vitulina zeehonden in Schotland — een experimenteel en veldonderzoek. J Appl Ecol 45:632-640

McDowell JR, Graves JE (2002) Nucleaire en mitochondriale DNA-markers voor specifieke identificatie van istiophorid en xiphiid billfishes. Fish Bull 100:537-544

Methven DA, McGowan C (1998) Onderscheidende kleine juveniele Atlantische kabeljauw (Gadus morhua) uit Groenlandse kabeljauw (Gadus ogac) door meristische karakters en discriminantfunctieanalyse van morfometrische gegevens te vergelijken. Kan J Zool 76:1054-1062

Michelini E, Cevenini L, Mezzanotte L et al (2007) Eenstaps triplex-polymerase kettingreactietest voor de authenticatie van geelvintonijn (Thunnus albacares), groot oog (Thunnus obesus), en skipjack (Katsuwonus pelamis) tonijn-DNA van verse, ingevroren en ingeblikte tonijnmonsters. J Agric Food Chem 55:7638–7647

Millar CD, Huynen L, Subramanian S et al (2008) Nieuwe ontwikkelingen in oude genomica. Trends Ecol Evol 23:386–393

Miraglia M, Berdal KG, Brera C (2004) Detection and traceability of genetically modified organisms in the food production chain. Food Chem Toxicol 42:1157–1180

Moretti VM, Turchini GM, Bellagamba F et al (2003) Traceability issues in fishery and aquaculture products. Vet Res Comm 27:497–505

Moritz C, Cicero C (2004) DNA barcoding: promise and pitfalls. PLoS Biol 2:1529–1531

Nilsson RH, Ryberg M, Kristiansson E (2006) Taxonomic reliability of DNA sequences in public sequence databases: a fungal perspective. PLoS ONE 1:e59

Pääbo S, Irwin DM, Wilson AC (1990) DNA damage promotes jumping between templates during enzymatic amplification. J Biol Chem 265:4718–4721

Pääbo S, Poinar H, Serre D et al (2004) Genetic analyses from ancient DNA. Annu Rev Genet 38:645–679

Paterlini M (2007) There shall be order. The legacy of Linnaeus in the age of molecular biology. EMBO Rep 8:814–816

Pegg GH, Sinclair B, Briskey L et al (2006) MtDNA barcode identification of fish larvae in the southern Great Barrier Reef, Australia. Sci Mar 70:7–12

Pepe T, Trotta M, Di Marco I et al (2007) Fish species identification in surimi-based products. J Agric Food Chem 55:3681–3685

Pierce GJ, Boyle PR (1991) A review of methods for diet analysis in piscivorous marine mammals. Oceanogr Mar Biol Ann Rev (Lond) 29:409–486

Poinar HN (2002) The genetic secrets some fossils hold. Acc Chem Res 35:676–684

Politov D, Gordon N, Afanasiev K et al (2000) Identification of palearctic coregonid fish species using mtDNA and allozyme genetic markers. J Fish Biol 74:51–71

Quinteiro J, Sotelo CG, Rehbein H et al (1998) Use of mtDNA direct polymerase chain reaction (PCR) sequencing and PCR-restriction fragment length polymorphism methodologies in species identification of canned tuna. J Agric Food Chem 46:1662–1669

Rasmussen RS, Morrissey MT (2008) DNA-based methods for the identification of commercial fish and seafood species. Compr Rev Food Sci Food Saf 7:280–295

Ratnasingham S, Hebert PDN (2007) BOLD: the barcode of Life Data systems (www.barcodinglife.org). Mol Ecol Notes 7:355–364

Redenbach Z, Taylor EB (2003) Evidence for bimodal hybrid zones between two species of charr (Pisces: Salvelinus) in northwestern North America. J Evol Biol 16:1135–1148

Rehbein H (1990) Electrophoretic techniques for species identification of fishery products. Z Lebensm Unters Forsch 191:1–10

Rehbein H, Mackie I, Pryde S et al (1999) Fish species identification in canned tuna by PCR-SSCP: validation by a collaborative study and investigation of intra-species variability of the DNA-patterns. Food Chem 64:263–268

Reid SM, Wilson CC (2006) PCR-RFLP based diagnostic tests for Moxostoma species in Ontario. Conserv Genet 7:997–1000

Richardson D, Vanwye J, Exum A et al (2007) High-throughput species identification: from DNA isolation to bioinformatics. Mol Ecol Notes 7:199–207

Roelfsema JH, Peters DJ (2005) Denaturing gradient gel electrophoresis (DGGE). In: Walker JM, Rapley R (eds) Medical biomethods handbook. Humana Press, New York, pp 79–86

Ronaghi M (2001) Pyrosequencing sheds light on DNA sequencing. Genome Res 11:3–11

Ruedas LA, Salazar-Bravo J, Dragoo JW (2000) The importance of being earnest: what, if anything, constitutes a “specimen examined? Mol Phylogenet Evol 17:129–132

Sanjuan A, Raposo-Guillan J, Comesana A (2002) Genetic identification of Lophius budegassa en L. piscatorius by PCR-RFLP analysis of a mitochondrial tRNA GLU /Cytochrome B segment. J Food Sci 67:2644–2648

Schander C, Willassen E (2005) What can biological barcoding do for marine biology? Mar Biol Res 1:79–83

Schindel DE, Miller SE (2005) DNA barcoding a useful tool for taxonomists. Nature 435:17

Schlick-Steiner BC, Seifert B, Stauffer C et al (2007) Without morphology, cryptic species stay in taxonomic crypsis following discovery. Trends Ecol Evol 22:391–392

Seberg O, Humphries CJ, Knapp S et al (2003) Shortcuts in systematics? A commentary on DNA-based taxonomy. Trends Ecol Evol 18:63–65

Sevilla R, Diez A, Noren M et al (2007) Primers and polymerase chain reaction conditions for DNA barcoding teleost fish based on the mitochondrial cytochrome B and nuclear rhodopsin genes. Mol Ecol Notes 7:730–734

Sheppard SK, Harwood JD (2005) Advances in molecular ecology: tracking trophic links through predator-prey food-webs. Funct Ecol 19:751–762

Sites JW, Marshall JC (2003) Delimiting species: a renaissance issue in systematic biology. Trends Ecol Evol 18:462–470

Smith P, MCveagh S, Allain V et al (2005) DNA identification of gut contents of large pelagic fishes. J Fish Biol 67:1178–1183

Strange R, Stepien C (2007) Yellow (Perca flavescens) and Eurasian (P. fluviatilis) perch distinguished in fried fish samples by DNA analysis. Fish Bull 105:292–295

Strauss RE, Bond CE (1990) Taxonomic methods: morphology. In: Schreck CB, Moyle PB (eds) Methods for fish biology. American Fisheries Society, Maryland, pp 109–140

Takeyama H, Chow S, Tsuzuki H et al (2001) Mitochondrial DNA sequence variation within and between tuna Thunnus species and its application to species identification. J Fish Biol 58:1646–1657

Tautz D, Arctander P, Minelli A et al (2003) A plea for DNA taxonomy. Trends Ecol Evol 18:70–74

Teletchea T, Maudet C, Hänni C (2005) Food and forensic molecular identification: update and challenges. Trends Biotech 23:359–366

Teletchea T, Laudet V, Hänni C (2006) Phylogeny of the Gadidae (sensu Svetovidov, 1948) based on their morphology and two mitochondrial genes. Mol Phyl Evol 38:189–199

Teletchea F, Bernillon J, Duffraisse M et al (2008) Molecular identification of vertebrate species by oligonucleotide microarray in food and forensic samples. J Appl Ecol 45:967–975

Tinti F, Ungaro N, Pasolini P et al (2003) Development of molecular and morphological markers to improve species-specific monitoring and systematics of Northeast Atlantic and Mediterranean skates (Rajiformes). J Exp Mar Biol Ecol 288:149–165

Tsai Y-H, Hsieh H, Chen H-C et al (2007) Histamine level and species identification of billfish meats implicated in two food-borne poisonings. Food Chem 104:1366–1371

Vos P, Hogers R, Bleeker M et al (1995) AFLP: a new technique for DNA fingerprinting. Nucleic Acids Res 23:4407–4414

Ward RD, Zemlak TS, Innes BH et al (2005) DNA barcoding Australia’s fish species. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci 360:1847–1857

Waugh J (2007) DNA barcoding in animal species: progress, potential and pitfalls. BioEssays 29:188–197

Weder JKP, Rehbein H, Kaiszer KP (2001) On the specificity of tuna-directed primes in PCR-SSCP analysis of fish and meat. Eur Food Res Technol 213:139–144

Wheeler QD, Raven PH, Wilson EO (2004) Taxonomy: impediment or expedient? Science 303:285

Will KW, Rubinoff D (2004) Myth of the molecule: DNA barcodes for species cannot replace morphology for identification and classification. Cladistics 20:47–55

Will KW, Mishler BD, Wheeler QD (2005) The perils of DNA barcoding and the need for integrative taxonomy. Syst Biol 54:844–851

Willerslev E, Cooper A (2005) Ancient DNA. Proc R Soc Lond Ser B Biol Sci 272:3–16

Wilson IG (1997) Inhibition and facilitation of nucleic acid amplification. Appl Environ Microbiol 63:3741–3751

Wolf C, Hübner P, Lüthy J (1999) Differentiation of sturgeon species by PCR-RFLP. Food Res Int 32:699–705

Woolfe M, Primrose S (2004) Food forensics: using DNA technology to combat misdescription and fraud. Trends Biotechnol 22:222–226

Yang D, Cannon A, Saunders S (2004) DNA species identification of archaeological salmon bone from the Pacific Northwest Coast of North America. J Archaeol Sci 31:619–631

Zhang J, Huang L, Huo H (2004) Larval identification of Lutjanus Bloch in Nansha coral reefs by AFLP molecular method. J Exp Mar Biol Ecol 298:3–20


Carcharhinus plumbeus

Sandbar shark. Photo © George Burgess

This brownish-gray shark has a recognizably large and triangular dorsal fin and somewhat long pectoral fins. It averages 6 feet long and about 110-150 lbs. True to its name, this shark prefers the sandy bottoms of coastal areas, and is known for seasonal migration like many other requiem sharks. Because it has a high fin-to-body weight ratio, the sandbar sharks have been targeted by commercial and sports fishers, but it has a long growth and reproduction cycle so it is earning selected protected status in many areas.

Order – Carcharhiniformes Family – Carcharhinidae Geslacht – Carcharhinus Soort – plumbeus

Veelvoorkomende namen

Common names in the English language includes brown shark, queriman shark, sandbar shark, shark, and thickskin shark. Other names are arenero (Spanish), barriga-dágua (Portuguese), büyükcamgöz baligi (Turkish), cação-baleeiro (Portuguese), carcharias (Greek), cazón (Spanish), jarjur (Arabic), karcharynos tefros (Greek), kelb gris (Arabic), kelb griz (Maltese), köpek baligi (Turkish), manô (Hawaiian), marracho de milberto (Portuguese), mejirozame (Japanese), pas sivonja (Serbian), peshkagen i hirte (Albanian), qarsh rmâdy (Arabic), requin gris (French), sandbankhaai (Afrikaans), skylópsaro (Greek), squalo grigio (Italian), staktocarcharias (Greek), tiburón aletón (Spanish), tubarão-cinzento (Portuguese), zandbankhaai (Dutch), and zarlacz brunatny atlantycki (Polish).

Belang voor mensen

The sandbar shark has been valuable to recreational fishers as a gamefish. Photo © Shannon Welford

The sandbar shark plays an important role in the commercial shark fishery along the eastern United States. In fact, because of its numbers, moderate size, palatable meat, and high fin-to-carcass ratio, it is the primary targeted species in this area. It is also harvested in the eastern North Atlantic as well as the South China Sea for its fins, flesh, skin and liver. In addition to the significant impact the sandbar shark has on the commercial fishery, it is valuable to recreational fishermen as a game fish.

Danger to Humans

Due to its preference for smaller prey and its tendency to avoid beaches and the surface, the sandbar shark poses little threat to humans. Although it has been rarely associated with attacks on humans, its size makes it potentially dangerous.

Behoud

Sandbar sharks lives in shallow coastal waters. Photo © Doug Perrine

The sandbar shark exhibits a reproductive strategy that includes small litter size, slow growth rate, and a relatively long gestation period. Consequently this shark is vulnerable to over-exploitation by fishing. Increased recreational fishing and a heightened demand for shark fins, as well as shark meat, in the 1980’s had a profound adverse effect on the numbers of sandbar sharks in the southwestern Atlantic. It has been proposed that the population of sandbar sharks in this area dropped by two-thirds between the 1970’s and early 1990’s. However, there has been a slight rise in population numbers in recent years directly as a result of the implementation of fishery regulations. In addition, it is believed that there has been a decrease in predation of juvenile sandbar sharks in nursery grounds by larger sharks, based on declining populations of large predatory sharks.

De IUCN is een wereldwijde unie van staten, overheidsinstanties en niet-gouvernementele organisaties in een partnerschap dat de staat van instandhouding van soorten beoordeelt.

Geografische distributie

World distribution map for the sandbar shark

The sandbar shark is a coastal-pelagic species that inhabits temperate and tropical waters. It is the most abundant species of large shark in the Western Atlantic. It has a global distribution, being found in the Western and Eastern Atlantic, including the Mediterranean. In the Indo-Pacific, it ranges from the Persian Gulf, Red Sea and South and East Africa to the Hawaiian Islands. It also inhabits the Revillagigedo and Galapagos islands in the Eastern Pacific.

Habitat

C. plumbeus is essentially a bottom-dwelling, shallow coastal water species that is seldom seen at the water’s surface. It tends to prefer waters on continental shelves, oceanic banks, and island terraces but is also commonly found in harbors, estuaries, at the mouths of bays and rivers, and shallow turbid water. Despite this, plumbeus is exclusively a marine species and does not venture into freshwater. It is believed that the sandbar shark favors a smooth substrate and will avoid coral reefs and other rough-bottom areas. It spends most of the time in water from 20-65 m (60-200 ft) deep but undoubtedly moves into deeper water to undergo migration.

Sandbar shark (Carcharhinus plumbeus) head. Photo © George Burgess

As with many sharks of its genus, the sandbar shark undergoes seasonal migrations. These movements are influenced mainly by temperature although it is believed that ocean currents also play a significant role. In the western North Atlantic, adult sandbars move as far north as Cape Cod during the warmer summer months and return to the south at the onset of the cooler weather. Males migrate earlier and in deeper water than females. Male sandbar sharks demonstrate congregated migrations and often travel in large schools while females exhibit solitary migrations.

It is believed that populations of this species along the southeastern coast of Africa also take part in seasonal migrations. Off the Hawaiian Islands, however, sandbar sharks are thought to be annual residents. Due to the vast distances between known populations of sandbar sharks around the world, it is highly probable that these animals are capable of long, pelagic migrations as well. However, these long-range movements are most likely a result of accidental or irregular “rides” of prevailing oceanic currents rather than regular migrations associated with seasonal temperature.

Distinguishing Characteristics

Sandbar shark (Carcharhinus plumbeus). Illustration courtesy FAO, Species Identification and Biodata

1. First dorsal fin is large and triangular

2. First dorsal fin originates over or slightly before the pectoral fin insertion

3. Pectoral fins are large and broad

4. Snout shorter than width of mouth

Biologie

Onderscheidende kenmerken
The sandbar shark’s most distinguishing characteristic is its taller than average first dorsal fin, which originates above or slightly anterior to the pectoral axis. It has a bluntly rounded snout that is shorter than the width of the mouth. An interdorsal ridge is present between dorsal fins. Its widely spaced dermal denticles have no definite teeth and don’t overlap as is with most sharks of the family Carcharhinidae.

Coloration in the sandbar shark. Photo © George Burgess

Kleur
This shark is bluish to brownish gray dorsally, and a lighter shade of the same color to white ventrally. Although the tips and outer margins of the fins are sometimes a darker tone, this species has no obvious markings.

Dentition
The upper teeth of C. plumbeus are broadly triangular, serrated with high cusp. The lower teeth are narrower and more finely serrated. The front teeth are erect and symmetrical but become smaller and increasingly oblique as they move toward the corners of the jaws.

A) Fifth upper and lower tooth, ex Garrick (1982) NOAA Tech. Rep. Circ. 445 and B) left side upper and lower teeth (perforated line indicates jaw symphysis). Image courtesy Bigelow and Schroeder (1948) FNWA

The sandbar shark is an opportunistic bottom-feeder that preys primarily on relatively small fishes, mollusks and crustaceans. Common food items include various bony fishes, eels, skates, rays, dogfish, octopus, squid, bivalves, shrimp and crabs. The sandbar shark feeds throughout the day but becomes more active at night. Due to the high percentage of sharks found with partially full stomachs and their relatively large liver, which contains high percentage of oil and vitamins, it is believed that these sharks have a very successful feeding strategy and receive a more regular supply of food than other carcharhinids.

A female sandbar shark displaying severe courtship wounds. Photo © George Burgess

Reproduction
In the northern hemisphere, mating occurs in the spring or early summer (May-June). Sharks in the southern hemisphere, in correlation with the warmer summer season, mate in late October to January. During this time, a mature male persistently follows a female, occasionally biting the area between her dorsal fins until she turns over allowing him to insert one clasper into the cloaca. This form of courtship behavior, which is present in most carcharhinids, often leaves the female with permanent scaring.

Once fertilization occurs, the gestation period can range from 8-12 months depending upon geographical location. Female sandbar sharks of the western Atlantic generally carry their young for 9 months whereas in southeastern Africa, the gestation period can last as long as 12 months. A female sandbar shark can become gravid every other year, with a resting year occurring after each birthing event. The embryos are nourished via a placental sac, a reproductive strategy known as viviparity. In the western Atlantic, pups are born from June through August while off southeastern Africa, pups are born from December to February. Partuition occurs in shallow water habitats, providing a ‘nursery’ area for young sharks where they are protected from predation by larger sharks (it is well known that adult bull sharks, Carcharhinus leucas, prey heavily on juvenile sandbar sharks).

Sandbar shark. Illustration courtesy Field Guide to Eastern Pacific and Hawaiian Sharks, U.S. Fish and Wildlife Service 1967

In the western North Atlantic, the bays and estuaries from Delaware to North Carolina are prime sand bar shark nursery areas. As with gestation period and mating times, litter size also varies by region. In the South China Sea, litters typically number from 6-13, whereas off the Hawaiian Islands, litters average about 7 pups. Regardless of location, litter size is dependent upon the size of the mother, with larger sharks producing larger litters.

Remarkably, both sexes are almost always represented in a 1:1 ratio. Young sandbar sharks resemble their adult parents, although the characteristically large first dorsal fin may not yet be as prominent at this early stage. Juvenile sandbar sharks remain in the shallows until late fall at which time they form schools and move southward and further offshore only to return for the summer months. This movement between shallow coastal waters and warmer, deeper waters may continue for a period of up to five years but should not be confused with adult migrations that involve much greater distances.

The octopus is a commmon food item of the sandbar shark. Photo © Charles Glatzer

Roofdieren
Juvenile sandbar sharks may fall prey to large sharks including the bull shark, however adults have few if any predators.

parasieten
Alebion lobatus is a parasitic copepod found on the sandbar shark.

Taxonomie

The sandbar shark was described by Nardo in 1827 as Squalus plumbeus based on a specimen taken from the Adriatic Sea. In 1841, Muller and Henle assigned Eulamia milberti as the scientific name for the sandbar shark and since then, there have been various names used in its classification. Some of these include Carcharias ceruleus DeKay 1842, Lamna caudata DeKay 1842, Squalus caecchia Nardo 1847, Carcharias japonicus Temminck & Schlegal 1850,Carcharias obtusirostris Moreau 1881, Carcharias stevensi Ogilby 1911, Carcharias latistomus Fang & Wang 1932, and Galeolamna dorsalis Whitley 1944. The species name milberti was used by some scientists until recently, based on the belief that the population of sandbar sharks in the Mediterranean Sea was made up of a distinct species. It is now known that these sharks are identical to those from the western Atlantic and Pacific Oceans. Currently, the valid scientific name is Carcharhinus plumbeus (Nardo, 1827). The genus name Carcharhinus is derived from the Greek “karcharos” = sharpen and “rhinos” = nose. The species name plumbeus is translated from Latin as “of lead”.


Pond Management for Fishing

Healthy fish populations and good fishing doesn't happen by chance - it requires careful planning and effective management. This section will provide a comprehensive overview of topics relating to fish population management, including:

  • Developing a pond management plan
  • Fish assessment and species identification
  • Fish stocking
  • Fish harvest
  • Fish kills

Pond Management Plan

Healthy ponds and good fishing don’t happen by chance - they require careful planning and management. A good first step in this process is to develop a pond management plan. A management plan can help you determine your specific goals for the pond and fish populations, and provide a road-map for how to achieve these goals. A pond management plan is a "living document" and should be constantly updated and revised as your goals change, and as your pond ecosystem and fish populations change.

For more information on developing a pond management plan, including assessing your pond for the first time, please refer to Purdue Extension Publication FNR-598-W. For a template to help get you started on your own management plan, please download Purdue Extension Publication FNR-599-W.

Fish assessment

If you have an existing pond on your property, the next step after setting pond management goals is to assess the current status of the pond. This will give you a starting poin t for pond management decisions as well as a baseline to evaluate future changes. Withou t knowing what fish and plants are in the pond, it is impossible to plan for the future. It is also important to conduct routine assessments of fish populations so that you can determine if your management is yielding the desired results, or to identify problems before they get out of control. Detailed information on pond assessment can be found in FNR-598-W.

Fish assessment can be as simple or comprehensive as you’d like. Simple fish assessment can be done by going fishing and recording the species and size of each fish caught. It is important to use fishing methods that are likely to capture a wide range of species and sizes (e.g. bobber fishing with nightcrawlers, fishing with soft plastic and other lures). It is essential that you record accurate data on the fish that you catch, and that you keep these records for a number of years. You can then review your fishing records to determine specific fish management, harvest and stocking requirements. You can find tables to record your fish data in FNR-599-W.

Other fish sampling methods, such as netting and electrofishing, can be done to get a more comprehensive idea of the fish community in your pond. It’s best to work with fish biologists, such as Purdue Extension Educators or private consultants, to conduct these comprehensive fish assessments.

Fish species identification

There are hundreds of fish species that live in streams and lakes in Indiana, and many of these can show up in ponds. However, there are relatively few fish species that are well-suited to Indiana ponds. Many fish species can cause problems with overpopulation or habitat degradation. Therefore, it is important to know what fish are in your pond.

Our fish species identification guide will help you identify the 30 most common fish species found in Indiana ponds. The guide will also highlight which species are best suited to ponds and which species should be avoided or eradicated. For help with Indiana pond fish species identification, please refer to Purdue Extension Publication FNR-584.

Fish stocking

Fish stocking is typically only required for new or renovated ponds, or ponds that have undergone a significant fish kill. Many other fish problems, such as stunted fish populations, are actually made worse through fish stocking and are best addressed through harvest or other fish management.

Fish stocking is a lot like planning for retirement – you need to have a vision of your ultimate goal. It is important that you start off on the right foot so that you can reap the rewards down the track. Stocking the wrong species or the wrong balance of fish often results in many problems that are difficult to rectify later.

Four fish species are recommended for stocking in Indiana Ponds: bluegill, redear sunfish, largemouth bass and channel catfish. These species can yield balanced fish populations that provide good fishing opportunities and food for the table. Bluegill and redear are important prey for bass, while bass are important predators of these sunfishes. This predator-prey relationship is what maintains balance in pond fish populations. Therefore, it is essential to stock these species at the correct sizes and ratio to start off on the right foot. Channel catfish do not significantly contribute to this predator-prey relationship in ponds and can be stocked in combination with these species or on their own.

Grass carp and tilapia are two species that can be stocked in ponds to help control aquatic vegetation. Grass carp only eat pondweeds and do not eat filamentous algae, duckweed or cattails. Tilapia prefer to eat filamentous algae, although they may also consume some pondweeds. It is recommended that you work with a pond consultant of fish biologist if wishing to stock these species.

Fish should always be sourced from a licensed fish hatchery. This will ensure that 1) you get the correct species for your pond, 2) you get high-quality and healthy fish, and 3) you don’t introduce disease or parasites into your pond. While it may seem tempting to collect your own fish from other ponds, lakes or streams, this may cause significant problems for your pond down-the-track.

For more information on stocking fish in Indiana ponds, please refer to Purdue Extension Publication FNR-569.


Skeletal Structure

Crustaceans including lobster, shrimp, and crab have exoskeletons with hard outer shells protecting their bodies. They have segmented bodies that protect their muscles and organs giving them structural support, and periodically shed their shells through molting as they grow larger. Mollusks have hard shells that protect them from predators composed of a chalky material called calcium carbonate.


Gray Wolf Biology and Ecology

Wolves are highly social animals that live in groups, called packs, which typically include a breeding pair, their offspring, and other non-breeding adults. Wolves are capable of mating by age one or two and sometimes form a lifelong bond. On average, four to five pups are born in early spring and are cared for by the entire pack. For the first six weeks, pups are reared in dens. Dens are often used year after year, but wolves may also dig new ones or use some other type of shelter, such as a cave.

Pups depend on their mother’s milk for the first month, then are gradually weaned and fed regurgitated meat brought by pack members. By the time pups are five to six months old they are big enough to begin traveling with the adults. After a year or two, young wolves often leave their packs to try to find a mate and form a pack or join other existing packs. In the Northern Rocky Mountains, lone dispersing wolves travel on average 60-70 miles, but have traveled as far as 600 miles in search of a mate or territory. Wolf packs live within territories, which they defend from other wolves.

Their territories range in size from less than 50 square miles to more than 1,000 square miles, depending on habitat and seasonal movements of available prey. Wolves travel over large areas to hunt, as far as 30 miles in a day. Although they usually trot along at five miles per hour, wolves can run as fast as 40 miles per hour for short distances.

Wolves play an important role as top predators in the ecosystem they inhabit. Studies at Yellowstone National Park found that reintroducing wolves back into their historic ecosystem cascaded throughout the landscape. Ravens, foxes, wolverines, coyotes, bald eagles, and even bears benefit because they feed on carcasses of animals killed by wolves. Coyote density in some areas has declined because wolves view them as competitors and often kill them within their territories which may be responsible, in part, for an increase in small rodents in some areas. Declines in the elk population have allowed willow, aspen, and cottonwood regrowth. This, in turn, provided food for beavers and habitat for songbirds.

Wolves use their distinctive howl to communicate. Biologists have identified a few of the reasons wolves howl: to reinforce social bonds within the pack, to announce the beginning or end of a hunt, sound an alarm, locate members of the pack, or warn other wolves to stay out of their territory. Wolves howl more frequently during winter breeding season and at rendezvous sites used in pup-rearing.


Scavenging behaviour and size-dependent carcass consumption of the black bullhead (Ameiurus melas)

Bálint Preiszner, Balaton Limnological Institute, MTA Centre for Ecological Research, Klebelsberg Kunó u. 3., 8237 Tihany, Hungary.

Balaton Limnological Institute, MTA Centre for Ecological Research, Tihany, Hungary

Balaton Limnological Institute, MTA Centre for Ecological Research, Tihany, Hungary

MTA-PE Evolutionary Ecology Research Group, Department of Limnology, University of Pannonia, Veszprém, Hungary

Balaton Limnological Institute, MTA Centre for Ecological Research, Tihany, Hungary

Balaton Limnological Institute, MTA Centre for Ecological Research, Tihany, Hungary

Balaton Limnological Institute, MTA Centre for Ecological Research, Tihany, Hungary

Bálint Preiszner, Balaton Limnological Institute, MTA Centre for Ecological Research, Klebelsberg Kunó u. 3., 8237 Tihany, Hungary.

Balaton Limnological Institute, MTA Centre for Ecological Research, Tihany, Hungary

Balaton Limnological Institute, MTA Centre for Ecological Research, Tihany, Hungary

MTA-PE Evolutionary Ecology Research Group, Department of Limnology, University of Pannonia, Veszprém, Hungary

Balaton Limnological Institute, MTA Centre for Ecological Research, Tihany, Hungary

Balaton Limnological Institute, MTA Centre for Ecological Research, Tihany, Hungary

Financieringsinformatie: Hungarian Academy of Sciences European Social Fund European Union

Abstract

This study examined the size-dependent scavenging behaviour of black bullheads Ameiurus melas under laboratory conditions, using common bleak Alburnus alburnus and pumpkinseed Lepomis gibbosus carcasses. Video camera observations showed that the activity of A. melas was higher at night, but substantial daytime activity was also recorded. Larger A. melas were more active than their smaller conspecifics, especially at night. All size classes exhibited a well-defined sequence of consuming different parts of the carcasses independent of size, but larger individuals tended to consume carcasses more efficiently. Carcasses of the softer-bodied A. alburnus were consumed more readily than those of the bonier L. gibbosus, independent of size. This scavenging behaviour of A. melas might facilitate the invasion success of the species.

TABLE S1 Contrasts of estimated marginal means for period of day within size class (A), and size class within period of day (B) of the LME model of activity (shown in Table 1)

TABLE S2 Effects of carcass species, size class and potential confounding variables on mass change of carcasses (sum mass change of three carcasses divided by the sum mass of three Ameiurus melas of the respective aquaria).

Let op: De uitgever is niet verantwoordelijk voor de inhoud of functionaliteit van eventuele ondersteunende informatie die door de auteurs wordt aangeleverd. Alle vragen (behalve ontbrekende inhoud) moeten worden gericht aan de corresponderende auteur van het artikel.


Bekijk de video: Identificatie van vliegtuigbommen in Rijsenhout (Januari- 2022).