Informatie

In welk deel van het genoom bevinden zich de ontwikkelingssequenties van embryogenese?


In welk deel of welke delen van het genoom bevinden zich de sequenties. Zijn ze verspreid over de chromosomen? Zo ja, hoe worden ze achtereenvolgens met precisie benaderd tijdens embryogenese?


Dit is een zeer algemene vraag. De "ontwikkelingssequenties" zijn gewoon genen zoals alle andere. Zoals alle genen zijn ze semi-willekeurig verdeeld over het genoom. Hoewel er genrijke en genarme gebieden in het genoom zijn, met enkele uitzonderingen - met name de homeobox-genen -, zijn genen niet gegroepeerd op functie.

Hoe ze sequentieel worden benaderd, dat is een enorme vraag, maar het is niet specifiek voor embryogenese. Genen zullen altijd op specifieke tijden en in reactie op specifieke stimuli moeten worden in-/uitgeschakeld. Dit is vooral duidelijk tijdens de ontwikkeling, maar is niet exclusief.

De basismanier waarop dit gebeurt, is door middel van feedback- en regelkringen. Gen A activeert de transcriptie van gen B die gen C activeert en vervolgens A deactiveert. Als het je lukt om A aan te zetten, volgt de rest. Een van de manieren waarop dit kan gebeuren bij het ontwikkelen van embryo's is via maternale mRNA. Dit zijn mRNA-moleculen die aanwezig zijn in de bevruchte eicel en die beginnen te worden vertaald. Dit geeft ons een startpunt om gen A te activeren, dat vervolgens B aanzet enz.

Dit antwoord is een enorme vereenvoudiging, maar een volledig antwoord kan een paar (of 40) PhD-projecten in beslag nemen.


Terdon heeft gelijk als het gaat om de coördinatie, en ik ken tenminste één student die hieraan werkt voor haar scriptie. Maar om je andere vraag direct te beantwoorden: er was een geweldige recensie in 2010, die dat jaar in mijn genetica-les werd gegeven.

Het is belangrijk op te merken dat we nog steeds niet alle genen kennen die betrokken zijn met betekenisvolle zekerheid. Verder zou het buitengewoon moeilijk zijn om het werk van Hong et al. in de VS te financieren en uit te voeren.

Als je het artikel leest, zul je merken dat verschillende genen die erbij betrokken zijn, genen zijn die gedurende het hele leven op verschillende niveaus actief zijn. Figuur 4 geeft een goed voorbeeld van de spreiding van de informatie.

Merk op dat de drie categorieën genen die ze gebruikten zelfs heel verschillend waren: stamcelspecifieke genen, spier-, vet- en bindweefselgenen, aanzienlijk verrijkte GO-term

Dus als je bedenkt hoe divers de genen zijn, zou het nog vreemder zijn om ze samen te clusteren. Nogmaals, ze zijn waarschijnlijk niet echt willekeurig, maar ze lijken geen patroon te hebben.

Om hun mee naar huis te nemen:

Verder identificeerden we, door te vergelijken met gepubliceerde gegevens, drie groepen maternale genen met verschillende regulatieprofielen tijdens week 4-9 van ontwikkeling, die een moleculaire basis vormden voor de anatomisch verschillende ontwikkelingsgebeurtenissen die optreden tussen vroege embryogenese en daaropvolgende organogenese en histogenese.

Belangrijker is dat onze genoombrede en gedetailleerde ontwikkelingsprofilering van de patronen van genexpressie heeft onthuld dat genen die betrokken zijn bij dezelfde biologische processen vaak gecoördineerd worden gereguleerd. Deze bevinding heeft ons ertoe gebracht te veronderstellen dat patronen van genexpressie, indien voldoende gedetailleerd bekend zoals in de huidige studie, kunnen worden gebruikt om een ​​rol voor het gen in een ontwikkelingsproces te voorspellen.

Hong Yi, Lu Xue en Ming-Xiong Guo, et al. FASEB J. 2010 september; 24(9): 3341-3350. doi: 10.1096/fj.10-158782 PMCID: PMC2923361


Abstract

Embryonale ontwikkeling vertegenwoordigt een belangrijke reproductieve fase van seksueel voortplantende plantensoorten. De fusie van ei en sperma produceert de plantenzygote, een totipotente cel die, door celdeling en celidentiteitsspecificatie in de vroege embryogenese, de belangrijkste cellijnen en weefsels van de volwassen plant vaststelt. De daaropvolgende morfogenesefase produceert het volledige embryo, terwijl het rijpingsproces van de late embryogenese het zaad voorbereidt op kiemrust en daaropvolgende ontkieming, waardoor de voortzetting van de levenscyclus van de plant wordt gegarandeerd. In deze review over embryogenese vergelijken we het model eudicot Arabidopsis thaliana met eenzaadlobbige gewassen, gericht op genoomactivering, vader- en moederlijke regulatie van vroege zygote-ontwikkeling, en belangrijke organisatoren van patroonvorming, zoals auxine- en WOX-transcriptiefactoren. Terwijl de vroege stadia van embryo-ontwikkeling blijkbaar geconserveerd zijn bij plantensoorten, hebben embryo-rijpingsprogramma's gediversifieerd tussen eudicots en monocotylen. Deze diversificatie in gewassoorten weerspiegelt de waarschijnlijke effecten van domesticatie op zaadkwaliteitskenmerken die worden bepaald tijdens de rijping van het embryo, en verzekert ook zaadkieming in verschillende omgevingscondities. Deze review beschrijft de belangrijkste kenmerken van embryonale ontwikkeling in planten, en de reikwijdte en toepassingen van genomica in studies van plantenembryo's.


Wat is C. elegans?

EEN INTRODUCTIE VOOR WIE NIET VERTROUWD MET “DE WORM”.

C. elegans is een nematode - een lid van de phylum Nematoda:

De rondwormen en draadwormen, een stam van gladde, ongesegmenteerde wormen met een lange cilindrische lichaamsvorm die taps toeloopt aan de uiteinden, omvat vrijlevende en parasitaire vormen, zowel in het water als op het land. (Academic Press Dictionary of Science and Technology)

C. elegans is een ongevaarlijk, niet-infectieus, niet-pathogeen, niet-parasitair organisme. Het is klein, groeit tot ongeveer 1 mm lang en leeft in de bodem, vooral in rottende vegetatie, in veel delen van de wereld, waar het overleeft door zich te voeden met microben zoals bacteriën. Het is van geen economisch belang voor de mens.

Waarom studeren C. elegans?

Over de hele wereld werken duizenden wetenschappers fulltime aan het onderzoeken van de biologie van C. elegans. Tussen oktober 1994 en januari 1995 verschenen 73 wetenschappelijke artikelen over dit wezen in internationale wetenschappelijke tijdschriften. Momenteel werkt een internationaal consortium van laboratoria samen aan een project om de volledige 100.000.000 basen van DNA van de C. elegans genoom. Waarom zoveel moeite steken in de studie van zo'n onbeduidend organisme?

C. elegans is ongeveer net zo primitief als een organisme dat niettemin veel van de essentiële biologische kenmerken deelt die de centrale problemen van de menselijke biologie zijn. De worm wordt opgevat als een enkele cel die een complex ontwikkelingsproces ondergaat, beginnend met embryonale splitsing, overgaand via morfogenese en groei tot de volwassene. Het heeft een zenuwstelsel met een 'brein' (de circumfaryngeale zenuwring). Het vertoont gedrag en is zelfs in staat tot rudimentair leren. Het produceert sperma en eieren, paart en reproduceert. Na de voortplanting veroudert het geleidelijk, verliest het aan kracht en sterft het uiteindelijk af. Embryogenese, morfogenese, ontwikkeling, zenuwfunctie, gedrag en veroudering, en hoe ze worden bepaald door genen: de lijst bevat de meeste fundamentele mysteries van de moderne biologie. (We moeten helaas aannemen dat het grootste biologische raadsel van allemaal, bewustzijn, afwezig is in) C. elegans- hoewel dit nog moet worden aangetoond!) C. elegans vertoont deze verschijnselen, maar is slechts 1 mm lang en kan als een micro-organisme worden gehanteerd - het wordt meestal gekweekt op petriplaten die zijn bezaaid met bacteriën. Alle 959 lichaamscellen van zijn transparante lichaam zijn zichtbaar met een microscoop en de gemiddelde levensduur is slechts 2-3 weken. Dus C. elegans biedt de onderzoeker het ideale compromis tussen complexiteit en traceerbaarheid.

Hoe de C. elegans project van de Zuid-Afrikaanse bioloog Sydney Brenner is te vinden via bijgaande link.

Een biologische miniatuurschets van C. elegans

C. elegans is een vrijlevende nematode. Er zijn twee geslachten: een zelfbevruchtende hermafrodiet en een mannetje. De volwassene bestaat in wezen uit een buis, de buitenste cuticula, die twee kleinere buizen bevat, de keelholte en de darm, en het voortplantingssysteem. Het grootste deel van het volume van het dier wordt opgenomen door het voortplantingssysteem. Van de 959 lichaamscellen van de hermafrodiet zijn er ongeveer 300 neuronen. Neurale structuren omvatten een reeks zintuigen in het hoofd die reacties op smaak, geur, temperatuur en aanraking bemiddelen - en hoewel C. elegans heeft geen ogen, kan licht reageren op licht. Onder andere neurale structuren is een anterieure zenuwring met een ventrale zenuwkoord die terug door het lichaam loopt. (Er is ook een kleinere dorsale zenuwstreng.) Er zijn 81 spiercellen. C. elegans beweegt door middel van vier longitudinale banden van spieren gekoppeld sub-dorsaal en sub-ventraal. Alternatieve buiging en ontspanning genereert dorsaal-ventrale golven langs het lichaam, die het dier voortstuwen. De ontwikkeling en functie van dit diploïde organisme wordt gecodeerd door naar schatting 17.800 verschillende genen.


De vroegste stadia van embryogenese zijn bestudeerd

Voor het eerst hebben wetenschappers van de Faculteit Biologie van de Lomonosov Moscow State University in samenwerking met hun collega's uit Oostenrijk en de VS gedetailleerde kaarten van driedimensionale genoomorganisatie in individuele cellen opgebouwd en de kenmerken van driedimensionale organisatie bestudeerd van maternale en vaderlijke genomen in muiszygoten. De verkregen resultaten zijn gepubliceerd in de Natuur logboek.

Het internationale onderzoeksteam, waaronder de biologen van de Lomonosov Moscow State University, hebben een eerder voorgesteld model bewezen, met het argument dat de verpakking van chromatinefibril in individuele cellen aanzienlijk kan variëren. Het bereiken van deze resultaten werd mogelijk dankzij de ontwikkeling van een nieuwe experimentele benadering voor het bestuderen van de driedimensionale genoomorganisatie in kernen van individuele cellen.

DNA-moleculen in de celkernen zijn verpakt in speciale structuren, chromosomen, die kunnen worden opgevat als complexe maar niet willekeurig verwarde klitten van genomisch DNA geassocieerd met eiwitten en RNA. De biologen hebben een nieuwe techniek ontwikkeld, waarmee ze kunnen bestuderen hoe dit DNA-eiwitcomplex, chromatine genaamd, in een kern van een levende cel zit. Deze techniek is een geavanceerde versie van de klassieke benadering voor studies van driedimensionale genoomorganisatie, Hi-C genaamd (high-throughput chromosoomconformatie capture).

Sergey Ulianov, een lid van het onderzoeksteam, legt uit: "Laten we drie willekeurige DNA-fragmenten nemen: A, B, C. De eerste twee, die buren zijn, bevinden zich één voor één in het genoom, en de derde - laten we zeggen - bevindt zich op een afstand van enkele miljoenen basenparen van de vorige 2. Een chromosoom zou echter zo kunnen worden gepakt dat fragment C in de ruimte dicht bij A of B zal zijn. We kunnen dit feit identificeren (niet voor deze drie willekeurige DNA-fragmenten maar tegelijkertijd voor het hele genoom) en gebruiken deze informatie voor het opbouwen van kaarten van driedimensionale chromatine-organisatie in een levende cel. Zo werkt de Hi-C-methode."

De standaard Hi-C-methode vereist enkele honderdduizenden en zelfs miljoenen cellen om één experiment uit te voeren. De nieuwe techniek stelt onderzoekers echter in staat om met een enkele cel te werken en de individuele kaart van de driedimensionale chromosoomorganisatie te tekenen. De belangrijkste nieuwigheid van deze techniek is de selectie van enkele kernen in de laatste fase van het Hi-C-experiment met daaropvolgende amplificatie van het hele genoom. Dit proces biedt de mogelijkheid om met een speciaal enzym tientallen duizenden DNA-kopieën uit een enkele kern te krijgen.

Sergey Ulianov zegt: "Dit is de belangrijkste stap in ons experiment. Amplificatie van het hele genoom maakt directe bewerkingen met genomen van individuele cellen mogelijk. We kunnen ze sequencen en andere manipulaties uitvoeren, inclusief studies van de driedimensionale chromatine-organisatie in een enkele cel Zogenaamde eencellige technologieën, namelijk studies van afzonderlijke cellen en manipulaties ermee, behoren nu tot een zich snel ontwikkelend gebied van moleculaire biologie."

Deze nieuwe methode stelde wetenschappers in staat om moederlijke en vaderlijke kernen afzonderlijk te bestuderen van muiszygoten en te onderzoeken hoe de driedimensionale organisatie van het moederlijk genoom verschilt van dezelfde van het vaderlijk genoom.

Ilya Flyamer, de eerste auteur van het artikel, merkt op: "We hebben de analyse van de driedimensionale genoomorganisatie in muiszygoten uitgevoerd. Het bleek dat zowel moederlijke als vaderlijke kernen die naast elkaar bestonden in één cel, in een zygote, aanzienlijk verschilden in de manier van de verpakking van het genoom. In de pronucleus van de vader, gevormd uit een spermakern, zijn actieve delen van het genoom in de ruimte gescheiden van inactieve. Verrassend genoeg zien we dat niet in de pronucleus van de moeder. Dus de pronucleus van de moeder is het eerste zoogdierkerntype waar actieve en onderdrukte chromatinecompartimenten niet ruimtelijk van elkaar gescheiden zijn."

De nieuwe methode maakt het dus mogelijk om de vroegste stadia van embryogenese te bestuderen - direct na de bevruchting.

Ilya Flyamer voegt toe: "Zygote is een totipotente cel, die aanleiding geeft tot elk type cel in een organisme. Daarom kunnen de verkregen resultaten waarschijnlijk helpen om de aard van totipotentie te begrijpen en een mogelijkheid bieden om een ​​meer complete herprogrammering van somatische cellen te benaderen , dan is het mogelijk door het creëren van geïnduceerde pluripotente stamcellen."

Driedimensionale chromatine-organisatie is een belangrijk regulerend instrument dat door een cel wordt gebruikt om genexpressie te regelen. Er zijn steeds meer rapporten in de wetenschappelijke literatuur die een verband onthullen tussen de abnormale DNA-verpakking in de celkern en de ontwikkeling van verschillende menselijke ziekten, waaronder sommige kankers. In de toekomst zal de eencellige Hi-C-technologie wetenschappers in staat stellen om bepaalde subpopulaties van tumorcellen te bestuderen, waaronder zeldzame. Bovendien zal het ons waarschijnlijk dichter bij het begrijpen van de mechanismen van het ontstaan ​​van kwaadaardige tumoren brengen.

Het project is uitgevoerd in samenwerking met het Institute of Gene Biology van de Russian Academy of Sciences en collega's uit Oostenrijk en de VS.

Vrijwaring: AAAS en EurekAlert! zijn niet verantwoordelijk voor de juistheid van persberichten die op EurekAlert! door bijdragende instellingen of voor het gebruik van informatie via het EurekAlert-systeem.


Wat kan een transcriptoom ons vertellen?

Een RNA-sequentie weerspiegelt de sequentie van het DNA waaruit het is getranscribeerd. Door de hele verzameling RNA-sequenties in een cel (het transcriptoom) te analyseren, kunnen onderzoekers dus bepalen wanneer en waar elk gen in de cellen en weefsels van een organisme wordt aan- of uitgeschakeld.

Afhankelijk van de gebruikte techniek is het vaak mogelijk om het aantal transcripten te tellen om de hoeveelheid genactiviteit - ook wel genexpressie genoemd - in een bepaald cel- of weefseltype te bepalen.

Bij mensen en andere organismen bevat bijna elke cel dezelfde genen, maar verschillende cellen vertonen verschillende patronen van genexpressie. Deze verschillen zijn verantwoordelijk voor de vele verschillende eigenschappen en gedragingen van verschillende cellen en weefsels, zowel bij gezondheid als bij ziekte.

Door transcriptomen van verschillende soorten cellen te verzamelen en te vergelijken, kunnen onderzoekers een dieper begrip krijgen van wat een specifiek celtype is, hoe dat type cel normaal functioneert en hoe veranderingen in het normale niveau van genactiviteit een weerspiegeling zijn van of bijdragen aan ziekte. Daarnaast kunnen transcriptomen onderzoekers in staat stellen een alomvattend, genoombreed beeld te genereren van welke genen in welke cellen actief zijn.

Een RNA-sequentie weerspiegelt de sequentie van het DNA waaruit het is getranscribeerd. Door de hele verzameling RNA-sequenties in een cel (het transcriptoom) te analyseren, kunnen onderzoekers dus bepalen wanneer en waar elk gen in de cellen en weefsels van een organisme wordt aan- of uitgeschakeld.

Afhankelijk van de gebruikte techniek is het vaak mogelijk om het aantal transcripten te tellen om de hoeveelheid genactiviteit - ook wel genexpressie genoemd - in een bepaald cel- of weefseltype te bepalen.

Bij mensen en andere organismen bevat bijna elke cel dezelfde genen, maar verschillende cellen vertonen verschillende patronen van genexpressie. Deze verschillen zijn verantwoordelijk voor de vele verschillende eigenschappen en gedragingen van verschillende cellen en weefsels, zowel bij gezondheid als bij ziekte.

Door transcriptomen van verschillende soorten cellen te verzamelen en te vergelijken, kunnen onderzoekers een dieper begrip krijgen van wat een specifiek celtype is, hoe dat type cel normaal functioneert en hoe veranderingen in het normale niveau van genactiviteit een weerspiegeling zijn van of bijdragen aan ziekte. Daarnaast kunnen transcriptomen onderzoekers in staat stellen een alomvattend, genoombreed beeld te genereren van welke genen in welke cellen actief zijn.


Inhoud

De producten van Hox-genen zijn Hox-eiwitten. Hox-eiwitten zijn een subset van transcriptiefactoren, dit zijn eiwitten die in staat zijn om te binden aan specifieke nucleotidesequenties op DNA, versterkers genaamd, waardoor ze honderden andere genen activeren of onderdrukken. Hetzelfde Hox-eiwit kan bij het ene gen als repressor werken en bij het andere als activator. Het vermogen van Hox-eiwitten om DNA te binden wordt verleend door een deel van het eiwit dat het homeodomein wordt genoemd. Het homeodomein is een DNA-bindend domein van 60 aminozuren lang (gecodeerd door de overeenkomstige DNA-sequentie van 180 basenparen, de homeobox). Deze aminozuursequentie vouwt zich tot een "helix-turn-helix" (d.w.z. homeodomein-vouw) motief dat wordt gestabiliseerd door een derde helix. De consensus-polypeptideketen wordt hieronder getoond: [8] Hox-eiwitten werken vaak samen met co-factoren, zoals PBC- en Meis-eiwitten die worden gecodeerd door zeer verschillende typen homeobox-genen. [9]

Homeobox-genen, en dus het homeodomein-eiwitmotief, worden in de meeste eukaryoten aangetroffen. De Hox-genen, die een subset van homeobox-genen zijn, zijn meer recentelijk ontstaan ​​in de evolutie binnen het dierenrijk of Metazoa. Binnen het dierenrijk zijn Hox-genen aanwezig over de bilateria [10] (dieren met een duidelijke kop-staart-as), en zijn ook gevonden in Cnidaria zoals zeeanemonen. [11] Dit impliceert dat Hox-genen meer dan 550 miljoen jaar geleden zijn ontstaan. In bilateria zijn Hox-genen vaak gerangschikt in genclusters, hoewel er veel uitzonderingen zijn waar de genen zijn gescheiden door chromosomale herschikkingen. [12] Het vergelijken van homeodomeinsequenties tussen Hox-eiwitten onthult vaak een grotere overeenkomst tussen soorten dan binnen een soort. Deze observatie leidde tot de conclusie dat Hox-genclusters vroeg in de dierlijke evolutie evolueerden uit een enkel Hox-gen via tandemduplicatie en daaropvolgende divergentie, en dat een prototypische Hox-gencluster met ten minste zeven verschillende Hox-genen was aanwezig in de gemeenschappelijke voorouder van alle bilaterale dieren. [10] [13]

Bij de meeste bilaterale dieren worden Hox-genen tot expressie gebracht in verspringende domeinen langs de kop-staart-as van het embryo, wat suggereert dat hun rol bij het specificeren van positie een gedeeld, oud kenmerk is. [14] De functionele conservering van Hox-eiwitten kan worden aangetoond door het feit dat een vlieg voor een groot deel kan functioneren met een kippen-Hox-eiwit in plaats van zijn eigen eiwit. [15] Dus, ondanks een laatste gemeenschappelijke voorouder die meer dan 550 miljoen jaar geleden leefde, [16] zijn de kip- en vliegversie van hetzelfde Hox-gen vergelijkbaar genoeg om dezelfde stroomafwaartse genen in vliegen aan te pakken.

Drosophila melanogaster is een belangrijk model voor het begrijpen van het ontstaan ​​en de evolutie van het lichaamsplan. De algemene principes van Hox-genfunctie en logica die in vliegen worden toegelicht, zullen van toepassing zijn op alle bilaterale organismen, inclusief de mens. Drosophila, zoals alle insecten, heeft acht Hox-genen. Deze zijn geclusterd in twee complexen, die beide op chromosoom 3 liggen. Het Antennapedia-complex (niet te verwarren met het Antp gen) bestaat uit vijf genen: labiaal (laboratorium), proboscipedie (pb), vervormd (Dfd), geslachtskammen verminderd (Scr), en Antennapedia (Antp). Het Bithorax-complex, genoemd naar het Ultrabithorax-gen, bestaat uit de overige drie genen: Ultrabithorax (Ubx), buik-A (abd-A) en buik-B (abd-B).

Labiale bewerking

De laboratorium gen is het meest anterieur tot expressie gebrachte gen. Het komt tot uiting in het hoofd, voornamelijk in het intercalaire segment (een aanhangselloos segment tussen de antenne en de onderkaak), en ook in de middendarm. Functieverlies van laboratorium resulteert in het mislukken van de Drosophila embryo om de mond- en hoofdstructuren te internaliseren die zich aanvankelijk aan de buitenkant van zijn lichaam ontwikkelen (een proces dat hoofdinvolutie wordt genoemd). Falen van hoofdinvolutie verstoort of verwijdert de speekselklieren en farynx. De laboratorium gen werd aanvankelijk zo genoemd omdat het het labiale aanhangsel verstoorde, maar het lab-gen wordt niet tot expressie gebracht in het labiale segment, en het labiale aanhangsel-fenotype is waarschijnlijk een gevolg van de brede desorganisatie als gevolg van het falen van hoofdinvolutie. [17]

Proboscipedia Bewerken

De pb gen is verantwoordelijk voor de vorming van de labiale en maxillaire palpen. Sommige bewijzen tonen pb interageert met Scr. [18]

Misvormd bewerken

De Dfd gen is verantwoordelijk voor de vorming van de maxillaire en mandibulaire segmenten in de larvale kop. [19] De gemuteerde fenotypes van Dfd zijn vergelijkbaar met die van labiale. Functieverlies van Dfd in het embryo resulteert in een falen van kopinvolutie (zie labiaal gen), met verlies van larvale kopstructuren. Mutaties bij volwassenen hebben ofwel deleties van delen van het hoofd of transformaties van hoofd naar thoracale identiteit. [17]

Sekskammen verminderd Bewerken

De Scr gen is verantwoordelijk voor de ontwikkeling van de schedel en de borstkas in Drosophila embryo en volwassen. [20]

Antennapedia Bewerken

Het tweede thoracale segment, of T2, ontwikkelt een paar poten en een paar vleugels. De Antp gen specificeert deze identiteit door pootvorming te bevorderen en vleugelvorming mogelijk te maken (maar niet direct te activeren). een dominante Antp mutatie, veroorzaakt door een chromosomale inversie, veroorzaakt Antp uitgedrukt in de antenneschijf, zodat de schijf, in plaats van een antenne te vormen, een poot vormt, waardoor een poot uit het hoofd van de vlieg komt. [ citaat nodig ]

Ultrabithorax Bewerken

Het derde thoracale segment, of T3, draagt ​​een paar poten en een paar halters (sterk verkleinde vleugels die tijdens de vlucht balanceren). Ubx patronen T3 grotendeels door het onderdrukken van genen die betrokken zijn bij vleugelvorming. Het vleugelblad bestaat uit twee lagen cellen die stevig aan elkaar hechten en door verschillende vleugeladers van voedingsstoffen worden voorzien. Een van de vele genen die Ubx onderdrukt, is blaren, wat eiwitten activeert die betrokken zijn bij cel-celadhesie, en spalt, dat de plaatsing van vleugeladers patronen geeft. In Ubx verlies-van-functie mutanten, Ubx onderdrukt niet langer vleugelgenen, en de halters ontwikkelen zich als een tweede paar vleugels, wat resulteert in de beroemde viervleugelige vliegen. Wanneer Ubx wordt verkeerd uitgedrukt in het tweede thoracale segment, zoals voorkomt bij vliegen met de "Cbx" enhancer-mutatie, het onderdrukt vleugelgenen en de vleugels ontwikkelen zich als halters, wat resulteert in een vlieg met vier halters. [ citaat nodig ]

Abdominale-A Edit

In Drosophila, abd-A wordt uitgedrukt langs het grootste deel van de buik, van buiksegmenten 1 (A1) tot A8. Uitdrukking van abd-A is nodig om de identiteit van de meeste buiksegmenten te specificeren. Een belangrijke functie van abd-A bij insecten is om de vorming van ledematen te onderdrukken. In abd-A functieverliesmutanten, worden de abdominale segmenten A2 tot en met A8 getransformeerd in een identiteit die meer op A1 lijkt. Wanneer abd-A ectopisch tot expressie wordt gebracht door het hele embryo, worden alle segmenten anterieur van A4 getransformeerd tot een A4-achtige abdominale identiteit. [17] De abd-A-gen beïnvloedt ook het patroon van de vorming van de cuticula in het ectoderm en het patroon van spiergeneratie in het mesoderm. [18]

Abdominaal-B Edit

Gen abd-B wordt getranscribeerd in twee verschillende vormen, een regulerend eiwit en een morfogeen eiwit. Regelgeving abd-B onderdrukken embryonale ventrale epidermale structuren in het achtste en negende segment van de Drosophila buikspier. Zowel het regulerende eiwit als het morfogene eiwit zijn betrokken bij de ontwikkeling van het staartsegment. [18]

Van eiwitten met een hoge mate van sequentieovereenkomst wordt ook algemeen aangenomen dat ze een hoge mate van functionele overeenkomst vertonen, d.w.z. Hox-eiwitten met identieke homeodomeinen worden verondersteld identieke DNA-bindende eigenschappen te hebben (tenzij bekend is dat aanvullende sequenties de DNA-binding beïnvloeden). Om de set eiwitten tussen twee verschillende soorten te identificeren die het meest waarschijnlijk het meest op elkaar lijken in functie, worden classificatieschema's gebruikt. Voor Hox-eiwitten bestaan ​​er drie verschillende classificatieschema's: op fylogenetische inferentie gebaseerd, op syntenie gebaseerd en op sequentieovereenkomst gebaseerd. [21] De drie classificatieschema's bieden tegenstrijdige informatie voor Hox-eiwitten die tot expressie worden gebracht in het midden van de lichaamsas (Hox6-8 en Antp, Ubx en abd-A). Een gecombineerde benadering maakte gebruik van op fylogenetische inferentie gebaseerde informatie van de verschillende soorten en zette de typen eiwitsequenties uit in de fylogenetische boom van de soort. De aanpak identificeerde de eiwitten die de voorouderlijke vormen het best vertegenwoordigen (Hox7 en Antp) en de eiwitten die nieuwe, afgeleide versies vertegenwoordigen (of verloren zijn gegaan in een voorouder en nu ontbreken in tal van soorten). [22]

Hox-genen werken op vele niveaus binnen ontwikkelingsgenhiërarchieën: op het "uitvoerende" niveau reguleren ze genen die op hun beurt grote netwerken van andere genen reguleren (zoals de genroute die een aanhangsel vormt). Ze reguleren ook rechtstreeks de zogenaamde realisatorgenen of effectorgenen die aan de onderkant van dergelijke hiërarchieën werken om uiteindelijk de weefsels, structuren en organen van elk segment te vormen. Segmentatie omvat processen als morfogenese (differentiatie van voorlopercellen in hun terminale gespecialiseerde cellen), de hechte associatie van groepen cellen met een gelijkaardig lot, het modelleren van structuren en segmentgrenzen via geprogrammeerde celdood, en de verplaatsing van cellen van waar ze zijn. eerst geboren waar ze uiteindelijk zullen functioneren, dus het is niet verwonderlijk dat de doelgenen van Hox-genen celdeling, celadhesie, apoptose en celmigratie bevorderen. [5]

vereist voor normale viscerale morfologie

grens tussen de bovenkaak en de onderkaak van het hoofd

distale ledemaat die vinger-, handwortel- en tarsale botten zal vormen

monocyten (witte bloedcellen), met stopzetting van de celcyclus

De DNA-sequentie gebonden door het homeodomein-eiwit bevat de nucleotidesequentie TAAT, waarbij de 5'-terminale T de belangrijkste is voor binding. [27] Deze sequentie is geconserveerd in bijna alle plaatsen die door homeodomeinen worden herkend, en onderscheidt waarschijnlijk dergelijke locaties als DNA-bindingsplaatsen. De basenparen die op deze initiële sequentie volgen, worden gebruikt om onderscheid te maken tussen homeodomein-eiwitten, die allemaal vergelijkbare herkenningsplaatsen hebben. Het nucleotide dat volgt op de TAAT-sequentie wordt bijvoorbeeld herkend door het aminozuur op positie 9 van het homeodomein-eiwit. In het maternale eiwit Bicoid wordt deze positie ingenomen door lysine, dat het nucleotide guanine herkent en eraan bindt. In Antennapedia wordt deze positie ingenomen door glutamine, dat adenine herkent en eraan bindt. Als de lysine in Bicoid wordt vervangen door glutamine, zal het resulterende eiwit Antennapedia-bindende versterkerplaatsen herkennen. [28]

Alle homeodomein-bevattende transcriptiefactoren binden echter in wezen dezelfde DNA-sequentie. De sequentie die is gebonden door het homeodomein van een Hox-eiwit is slechts zes nucleotiden lang, en zo'n korte sequentie zou willekeurig vele malen door het hele genoom worden gevonden, veel meer dan het aantal feitelijke functionele plaatsen. Vooral voor Hox-eiwitten, die zulke dramatische veranderingen in morfologie produceren wanneer ze verkeerd tot expressie worden gebracht, roept dit de vraag op hoe elke transcriptiefactor zulke specifieke en verschillende resultaten kan produceren als ze allemaal aan dezelfde sequentie binden. Een mechanisme dat een grotere DNA-sequentiespecificiteit voor Hox-eiwitten introduceert, is het binden van eiwitcofactoren. Twee van dergelijke Hox-cofactoren zijn Extradenticle (Exd) en Homothorax (Hth). Exd en Hth binden aan Hox-eiwitten en lijken conformationele veranderingen in het Hox-eiwit te induceren die de specificiteit ervan verhogen. [29]

Net zoals Hox-genen realisator-genen reguleren, worden ze op hun beurt zelf gereguleerd door andere genen. In Drosophila en sommige insecten (maar niet de meeste dieren) worden Hox-genen gereguleerd door gap-genen en pair-rule-genen, die op hun beurt worden gereguleerd door door de moeder aangeleverd mRNA. Dit resulteert in een cascade van transcriptiefactoren: maternale factoren activeren gap- of pair-rule-genen gap en pair-rule-genen activeren Hox-genen en ten slotte activeren Hox-genen realisator-genen die ervoor zorgen dat de segmenten in het zich ontwikkelende embryo differentiëren. Regulatie wordt bereikt via eiwitconcentratiegradiënten, morfogene velden genoemd. Hoge concentraties van één moederlijk eiwit en lage concentraties van andere zullen bijvoorbeeld een specifieke set van gap- of pair-rule-genen aanzetten. Bij vliegen wordt streep 2 in het embryo geactiveerd door de maternale eiwitten Bicoid en Hunchback, maar onderdrukt door de gap-eiwitten Giant en Kruppel. Dus streep 2 zal zich alleen vormen waar Bicoid en Hunchback zijn, maar niet waar Giant en Kruppel zijn. [30]

Van microRNA-strengen in Hox-clusters is aangetoond dat ze meer anterieure hox-genen remmen ("posterieur prevalentiefenomeen"), mogelijk om het expressiepatroon ervan beter af te stemmen. [31]

Er is aangetoond dat niet-coderend RNA (ncRNA) overvloedig aanwezig is in Hox-clusters. Bij mensen kan 231 ncRNA aanwezig zijn. Een van deze, HOTAIR, dempt trans (het wordt getranscribeerd van het HOXC-cluster en remt late HOXD-genen) door te binden aan Polycomb-groep eiwitten (PRC2). [32]

De chromatinestructuur is essentieel voor transcriptie, maar het vereist ook dat het cluster uit het chromosoomgebied loopt. [33]

Bij hogere dieren, waaronder mensen, reguleert retinoïnezuur de differentiële expressie van Hox-genen langs de anteroposterior-as. [34] Genen in de 3'-uiteinden van Hox-clusters worden geïnduceerd door retinoïnezuur, wat resulteert in expressiedomeinen die zich meer naar voren in het lichaam uitstrekken in vergelijking met 5'-Hox-genen die niet worden geïnduceerd door retinoïnezuur, wat resulteert in expressiedomeinen die meer posterieur blijven.

Kwantitatieve PCR heeft verschillende trends aangetoond met betrekking tot colineariteit: het systeem is in evenwicht en het totale aantal transcripten hangt af van het aantal aanwezige genen volgens een lineaire relatie. [35]

In sommige organismen, vooral gewervelde dieren, bevinden de verschillende Hox-genen zich zeer dicht bij elkaar op het chromosoom in groepen of clusters. De volgorde van de genen op het chromosoom is dezelfde als de expressie van de genen in het zich ontwikkelende embryo, waarbij het eerste gen tot expressie wordt gebracht in het voorste uiteinde van het zich ontwikkelende organisme. De reden voor deze colineariteit is nog niet volledig begrepen, maar zou gerelateerd kunnen zijn aan de activering van Hox-genen in een temporele sequentie door het geleidelijk uitpakken van chromatine langs een gencluster. Het bovenstaande diagram toont de relatie tussen de genen en eiwitexpressie in vliegen. [ citaat nodig ]

De Hox-genen zijn genoemd naar de homeotische fenotypes die ontstaan ​​wanneer hun functie wordt verstoord, waarbij het ene segment zich ontwikkelt met de identiteit van een ander (bijv. poten waar antennes zouden moeten zijn). Hox-genen in verschillende phyla hebben verschillende namen gekregen, wat heeft geleid tot verwarring over de nomenclatuur. Het complement van Hox-genen in Drosophila bestaat uit twee clusters, het Antennapedia-complex en het Bithorax-complex, die in het verleden samen het HOM-C (voor Homeotic Complex) werden genoemd. Hoewel historisch gezien HOM-C-genen hebben verwezen naar: Drosophila homologen, terwijl Hox-genen verwezen naar gewervelde homologen, wordt dit onderscheid niet langer gemaakt, en zowel HOM-C- als Hox-genen worden Hox-genen genoemd. [ citaat nodig ]

Gewervelde dieren Bewerken

Muizen en mensen hebben 39 Hox-genen in vier clusters: [36] [37]

TROS Menselijk chromosoom genen
[email protected] chromosoom 7 HOXA1, HOXA2, HOXA3, HOXA4, HOXA5, HOXA6, HOXA7, HOXA9, HOXA10, HOXA11, HOXA13
[email protected] chromosoom 17 HOXB1, HOXB2, HOXB3, HOXB4, HOXB5, HOXB6, HOXB7, HOXB8, HOXB9, HOXB13
[email protected] chromosoom 12 HOXC4, HOXC5, HOXC6, HOXC8, HOXC9, HOXC10, HOXC11, HOXC12, HOXC13
[email protected] chromosome 2 HOXD1, HOXD3, HOXD4, HOXD8, HOXD9, HOXD10, HOXD11, HOXD12, HOXD13

The ancestors of vertebrates had a single Hox gene cluster, [38] [39] [ citaat nodig ] which was duplicated (twice) early in vertebrate evolution by whole genome duplications to give four Hox gene clusters: Hoxa, Hoxb, Hoxc and Hoxd. It is currently unclear whether these duplications occurred before or after divergence of lampreys and hagfish from the rest of vertebrates. [40] Most mammals, amphibians, reptiles and birds have four HOX clusters, while most teleost fish, including zebrafish and medaka, have seven or eight Hox gene clusters because of an additional genome duplication which occurred in their evolutionary history. [41] [36] In zebrafish, one of the eight Hox gene clusters (a Hoxd cluster) has lost all protein-coding genes, and just a single microRNA gene marks the location of the original cluster. [42] In some teleost fish, such as salmon, an even more recent genome duplication occurred, doubling the seven or eight Hox gene clusters to give at least 13 clusters [43]

Hox genes, especially those of the HoxA and HoxD clusters, are implicated in the limb regeneration abilities of Amphibians and Reptiles. [44] In addition, one of the bat accelerated regions (analogous to human accelerated regions) called BAR116 is an enhancer that defines a unique expression pattern of HoxD genes in the fore and hind limbs, possibly playing a role in the evolution of wings. [45]

Amphioxus Edit

Amphioxus such as Branchiostoma floridae have a single Hox cluster with 15 genes, known as AmphiHox1 tot AmphiHox15. [46]

Other Invertebrates Edit

Six Hox genes are dispersed in the genome of Caenorhabditis elegans, a roundworm. [10] ( fig. 3 ) Hydra en Nematostella vectensis, both in the Phylum Cnidaria, have a few Hox/ParaHox-like homeobox genes. [47] [11] Hox gene expression has also been studied in brachiopods, [48] annelids, [49] and a suite of molluscs. [50]

The Hox genes are so named because mutations in them cause homeotic transformations. Homeotic transformations were first identified and studied by William Bateson in 1894, who coined the term "homeosis". After the rediscovery of Mendel's genetic principles, Bateson and others realized that some examples of homeosis in floral organs and animal skeletons could be attributed to variation in genes.

Definitive evidence for a genetic basis of some homeotic transformations was obtained by isolating homeotic mutants. The first homeotic mutant was found by Calvin Bridges in Thomas Hunt Morgan's laboratory in 1915. This mutant shows a partial duplication of the thorax and was therefore named Bithorax (bx). It transforms the third thoracic segment (T3) toward the second (T2). Bithorax arose spontaneously in the laboratory and has been maintained continuously as a laboratory stock ever since. [51]

The genetic studies by Morgan and others provided the foundation for the systematic analyses of Edward B. Lewis and Thomas Kaufman, which provided preliminary definitions of the many homeotic genes of the Bithorax and Antennapedia complexes, and also showed that the mutant phenotypes for most of these genes could be traced back to patterning defects in the embryonic body plan.

Ed Lewis, Christiane Nüsslein-Volhard and Eric F. Wieschaus identified and classified 15 genes of key importance in determining the body plan and the formation of body segments of the fruit fly D. melanogaster in 1980. [52] For their work, Lewis, Nüsslein-Volhard, and Wieschaus were awarded the Nobel Prize in Physiology or Medicine in 1995. [53]

In 1983, the homeobox was discovered independently by researchers in two labs: Ernst Hafen, Michael Levine, and William McGinnis (in Walter Gehring's lab at the University of Basel, Switzerland) and Matthew P. Scott and Amy Weiner (in Thomas Kaufman's lab at Indiana University in Bloomington).

Hox genes play critical roles in the development of structures such as limbs, lungs, the nervous system, and eyes. As T. R. Lappin and colleagues observed in 2006, "Evolutionary conservation provides unlimited scope for experimental investigation of the functional control of the Hox gene network which is providing important insights into human disease." In the future, more research can be done in investigating the roles of Hox genes in Leukaemia and cancer (such as EOC). [36]


Methoden:

Database Searches and Retrieval of Protein Sequences

Thorough TBlastN searches with several divergent homeodomain proteins of plants and animals were performed to retrieve homeobox genes of Arabidopsis through the TAIR database server (http://www.arabidopsis.org) and of rice through the Gramene database server (http://www.gramene.org). Likewise, analogous searches were performed for the maize genome, through the TAIR maize genome server (http://tigrblast.tigr.org/tgi_maize/) as well as the Plant Genome Database server (http://www.plantgdb.org/PlantGDB-cgi/blast/PlantGDBblast). The plant genome database server was also used to retrieve homeodomain sequences from other plants. The JGI Blast server (http://genome.jgi-psf.org/Poptr1/) was used to retrieve all the Selaginella, moss, and poplar homeobox genes using TBlastN searches against the genomic sequence. Similarly, the TIGR Medicago genome server (http://tigrblast.tigr.org/er-blast/index.cgi?project=mtbe) was used to retrieve Medicago homeodomain sequences. A local database was created using Filemaker Pro 5 (Filemaker, Inc.) to store the retrieved sequences, annotations, accession numbers, expressed sequence tags (ESTs), and chromosomal location. De National Center for Biotechnology Information (NCBI) version of Mac Os X Blast (ftp.ncbi.nih.gov) was installed on a PowerMacG4 computer. The protein sequences in the Filemaker Pro 5 database were exported and reformatted for the local Blast. In order to remove the redundancy in the database, each sequence in the database was blasted against the database, and redundant entries were consolidated. New rounds of BlastP and TBlastN searches of the nr protein and GenBank databases at NCBI restricted to Arabidopsis thaliana using default values were carried out using representative homeodomains of different classes from plants and animals as a query (e.g., POU, LIM, CUT, Antp, HD-ZIP, BEL [ Bürglin 1994]). Hits from these searches were checked against data in the local Filemaker database using the “Search” feature (e.g., accession numbers, or N-terminal protein sequences), or a local Blast search of a retrieved hit was performed against the local database. New sequences identified in this fashion were added to the database. A preliminary Neighbor-Joining tree was generated, and PSI-Blast searches with a member of each evolutionary group used as a query were carried out against the nr protein database at NCBI, and iterations were stopped when no new sequences were detected. Every hit for the BlastP, TBlastN, and PSI-Blast searches was manually examined for its potential to be a homeodomain, according to the criteria outlined in the text. No particular e value was taken as an automatic cut-off point, as the goal was to detect as many homeobox genes as possible. In a few instances, Blast matrix and expected value were relaxed to include additional sequences, which were then checked manually for their potential as homeodomain sequences. Arabidopsis thaliana ESTs at NCBI were searched using each entry of our local database as a query using TBlastN. Searches of newly discovered conserved domains/motifs linked to homeobox genes were carried out using BlastP with default values and without species restriction, unless the results would lead to too many hits (e.g., PHD, DDT). All A. thaliana homeodomain protein entries (mislabeled as Hox) in the SMART database were also checked against the local database.

For rice, maize, and poplar, the genomic sequences of the few thousand nucleotides upstream and downstream of the homeodomain were analyzed to predict the complete homeodomain protein sequences using either the MIT Genescan server or the softberry FGENESH+ server, using the most similar plant gene from the blast searches as a guide. In the multiple sequence alignment, if the homeodomain showed obvious misalignment, the most similar plant sequence was used as a guide to correct the homeodomain following a three-frame translation of the sequence and manual determination of potential intron and exon boundaries. A similar procedure was used in some sequences that showed obvious gaps and misalignments within conserved domains upon sequence alignment. In those cases, the genomic sequence was examined, and it was compared either as three-frame translation with a closely related protein sequence or as DNA against a closely related DNA sequence, using the dot matrix program PPCMatrix ( Bürglin 1998b). The genomic sequence was translated in all three frames in PPCMatrix and examined for splice sites in the regions where the sequence similarity terminated. In the case of maize, part of the homeodomain could be found in one contig and the other part in a different contig. In this case, manual contig assemblies were carried out and finally confirmed by Blast searches. In several cases, Arabidopsis homeobox genes were repredicted with FGENSH+ using the most similar gene ortholog as a guide to obtain the full-length protein.

The European Molecular Biology Open Software suite was used for pairwise alignment and for locating the homeodomain sequence within a protein sequence. Sequences were submitted also to the SMART and NCBI CDD ( Schultz et al. 1998 Marchler-Bauer et al. 2003) to identify conserved domains. These databases did not contain or identify many of the conserved motifs and unusual homeodomain sequences.

The homeodomain DNA from representative members of each class were blasted against the JGI Chlamydomonas project Blast server (http://genome.jgi-psf.org/Chlre3/Chlre3.home.html) to retrieve the Chlamydomonas reinhardtii homeodomain sequences. Similarly, to recover the homeodomain protein sequences of Physcomitrella patens, TBlastN searches were performed at JGI (http://genome.jgi-psf.org/).

Multiple Sequence Alignment and Phylogenetic Analysis

The multiple sequence alignment tool MUSCLE ( Edgar 2004) was used for multiple protein sequence alignment. Sequences were further edited and aligned manually, when necessary, using the “Seaview” multiple sequence editor ( Galtier et al. 1996). For phylogenetic analyses of conserved domains, sequences were trimmed so that only the relevant protein domains remained in the alignment. Phylogenetic relationships were inferred using the maximum likelihood (ML) method as implemented in PHYML ( Guindon and Gascuel 2003). For the ML trees, the JTT ( Jones et al. 1992) substitution model was used and results were evaluated with 100 or 1,000 bootstrap replicates. Use of alternative substitution models (WAG, LG) did not affect the results in any of the cases tested (results not shown). The generated trees were displayed using TREEVIEW 1.6.6 (http://taxonomy.zoology.gla.ac.uk/rod/treeview.html) and NJPLOT by M. Gouy (http://pbil.univ-lyon1.fr/software/njplot.html).

Secondary Structure Prediction and Protein Homology Modeling

We predicted the secondary structures of several divergent homeodomain sequences using the PHD, JPRED, and Predict Protein servers ( Rost and Sander 1993 Cuff et al. 1998). For homology modeling, the crystal structure of the engrailed homeodomain (PDB id: 1enh) obtained from Protein Data Bank (PDB) was used as a template. The aligned sequences were submitted to SWISS-MODEL (http://www.expasy.org/swissmod/) to obtain the 3D structure of some of the atypical homeodomains. The model was viewed in Swiss-PDB Viewer ( Kaplan and Littlejohn 2001), and the quality of the model was judged by the phi–psi angle represented in Ramachandran Plots.


GPS for chromosomes: Reorganization of the genome during development

The spatial arrangement of genetic material within the cell nucleus plays an important role in the development of an organism. A research team from the University of Basel, in collaboration with scientists from Harvard University, has developed a method to trace the chromosomes in individual cells. Using this method, they have now been able to demonstrate that chromosomes reorganize during embryonic development. The study has recently been published in Moleculaire cel.

Our body is made up of a wide variety of cells with the most diverse functions. Irrespective of being heart, liver or nerve cells, however, they all contain the same genetic information. The reason why cells develop differently is that only parts of their chromosomes are read. This results in some genes being active while others, in contrast, are silent.

For gene activation, both the way the genes are packaged as well as their spatial organization in the cell nucleus play a decisive role. Prof. Susan Mango's team at the Biozentrum of the University of Basel has now investigated this 3D architecture more closely. Using a novel technique, they were able to trace individual chromosomes during embryonic development in nematodes and show that they rearrange themselves during the early phase.

Chromosome arrangement is not random

If stretched out, all the DNA molecules of a cell would reach about two meters in length. So the DNA must be densely packed to fit into a cell nucleus of only few micrometers in size. The DNA strands are very tightly coiled and twisted to form space-saving structures, called chromosomes. The packaging and the arrangement of the DNA of the chromosomes determines the activity of genes.

In their study, the researchers led by Prof. Susan Mango traced individual chromosomes and investigated their organization during early embryonic development. Embryonic cells of the nematode C. elegans served as a model. "Using a novel technique, we were able to follow the spatial rearrangement of chromosomes in single cells at the beginning of embryogenesis," says Mango. "The advantage of this method is that the cells and tissue remain completely intact."

Early chromosomes resemble a barbell

It is well know that chromosome regions with similar functional properties contact each other and interact. This means that chromosome domains segregated into two compartments, active and inactive. "During early embryogenesis, however, the chromosomes are organized differently," says Ahilya Sawh, first author of the study. "In the early embryo, they are organized into an unconventional barbell-like structure, with inactive compartments separated by a central active region." The researchers discovered that the nuclear lamina -- a protein mesh lining the inner surface of the cell nucleus -- is required to achieve this barbell arrangement. The lamina is attached to the inactive sections and stretches the chromosome.

Chromosomes reorganize during embryogenesis

"Only at a later stage of embryonic development, when the germ layers develop, we actually see the well-known segregation into an active and inactive region," explains Mango. "Using chromosome tracing, we were able to map the whole 3D chromosome architecture and could show for the first time that chromosomes rearrange during early development, a maturation process that requires the nuclear lamina."

The reorganization of the chromosomes accompanies cell maturation and represents a milestone in the development of a complex organism. The correct chromosomal architecture is crucial to prevent developmental disorders.


Cell Growth and Cell Division

Growth is defined as an irreversible increase in mass that is typically associated with an increase in volume. Plant cell growth is associated with meristems and must be carefully regulated in order for organogensis and histogenesis to occur in the appropriate patterns. The plant regulates growth by regulating the extensibility of its cell walls. A cell that has nonextensible cells walls can take up some water, but eventually the physical pressure of the water inside the cell pressing out on the cell wall (the turgor pressure) prevents the entry of additional water and any further change in volume. In contrast, a cell that has extensible cell walls can take up a substantial volume of water and thus increase in size. Turgor pressure that would otherwise prevent water entry momentarily decreases because the walls keep stretching.

Typically cell growth occurs in small increments: (1) wall extensibility increases, reducing turgor pressure (2) reduced turgor pressure allows water to enter the cell, increasing cell volume (3) wall extensibility decreases, allowing the cell to build up turgor and preventing further water entry and (4) the cell undergoes a cycle of synthesis of cytoplasmic and wall components, adding to the cell's mass. This cycle of incremental growth is repeated many times until the cell reaches its final size.

The plant hormones auxin and gibberellin are produced in the vicinity of the apical meristems and usually act in concert to induce cell growth. Both hormones regulate wall extensibility, but carry out this function in different ways. Auxin induces the activity of cell membrane H + adenosine triphosphatase (ATPase) molecules. Proton (H + ) extrusion lowers the pH of the cell wall, thus activating the cell wall enzyme expansin. Expansin cleaves the hydrogen bonds between two cell wall components: The cellulose microfibrils and the hemicellulose molecules that link adjacent cellulose microfibrils. Breakage of these bonds allows these structural wall components to reposition themselves farther apart, increasing wall extensibility. Gibberellic acid, on the other hand, stimulates the activity of another cell wall enzyme called xyloglucan endotransglycosylase (XET). Xyloglucans are a type of hemicellulose that is cleaved by the XET enzyme. Breakage of the

Cell division and cell growth are often tightly linked. When the rate of cell division is balanced by cell growth, as in the apical meristems, average cell size does not increase. As the meristem grows away from earlier formed cells, the ratio of growth to division increases, resulting in overall cell enlargement. As the tissues mature further, cell division ceases completely, giving rise to zones of pure cell enlargement where most of the visible growth of the plant occurs. This relationship between division and growth, coupled with observations of the predictable planes of cell division during histogenesis, indicates that cell division is carefully regulated during plant development.

Molecules called cyclin-dependent kinases (CDKs) are key regulators of cell cycling (including cell division) in plants. CDKs are activated by association with a regulatory subunit called a cyclin and by fosforylering and dephosphorylation events. The plant hormone cytokinin appears to regulate the cell cycle by interacting with the CDKs. Cytokinins enhance the synthesis of the cyclin subunits that are required for the cell to enter the deoxyribonucleic acid (DNA) synthesis phase of the cell cycle. Cytokinins also enhance the CDK dephosphorylation step that is required for the cell to progress into mitosis . Both of these processes are inhibited by the hormone abscisic acid thus a ⋞velopmental tug-of-war" occurs between a division-enhancing hormone and a division-suppressing hormone. The delicate balance between them determines the rate of cell division and this type of interaction is probably typical of the hormonal regulation of many aspects of plant development.


DNA Sequencing Techniques

DNA sequencing techniques are used to determine the order of nucleotides (A,T,C,G) in a DNA molecule.

Leerdoelen

Differentiate among the techniques used to sequence DNA

Belangrijkste leerpunten

Belangrijkste punten

  • Genome sequencing will greatly advance our understanding of genetic biology and has vast potential for medical diagnosis and treatment.
  • DNA sequencing technologies have gone through at least three “generations”: Sanger sequencing and Gilbert sequencing were first-generation, pyrosequencing was second-generation, and Illumina sequencing is next-generation.
  • Sanger sequencing is based on the use of chain terminators, ddNTPs, that are added to growing DNA strands and terminate synthesis at different points.
  • Illumina sequencing involves running up to 500,000,000 different sequencing reactions simultaneously on a single small slide. It makes use of a modified replication reaction and uses fluorescently-tagged nucleotides.
  • Shotgun sequencing is a technique for determining the sequence of entire chromosomes and entire genomes based on producing random fragments of DNA that are then assembled by computers which order fragments by finding overlapping ends.

Sleutelbegrippen

  • DNA sequencing: a technique used in molecular biology that determines the sequence of nucleotides (A, C, G, and T) in a particular region of DNA
  • dideoxynucleotide: any nucleotide formed from a deoxynucleotide by loss of an a second hydroxyl group from the deoxyribose group
  • in vitro: any biochemical process done outside of its natural biological environment, such as in a test tube, petri dish, etc. (from the Latin for “in glass”)

DNA Sequencing Techniques

While techniques to sequence proteins have been around since the 1950s, techniques to sequence DNA were not developed until the mid-1970s, when two distinct sequencing methods were developed almost simultaneously, one by Walter Gilbert’s group at Harvard University, the other by Frederick Sanger’s group at Cambridge University. However, until the 1990s, the sequencing of DNA was a relatively expensive and long process. Using radiolabeled nucleotides also compounded the problem through safety concerns. With currently-available technology and automated machines, the process is cheaper, safer, and can be completed in a matter of hours. The Sanger sequencing method was used for the human genome sequencing project, which was finished its sequencing phase in 2003, but today both it and the Gilbert method have been largely replaced by better methods.

Sanger Method: In Frederick Sanger’s dideoxy chain termination method, fluorescent-labeled dideoxynucleotides are used to generate DNA fragments that terminate at each nucleotide along the template strand. The DNA is separated by capillary electrophoresis on the basis of size. From the order of fragments formed, the DNA sequence can be read. The smallest fragments were terminated earliest, and they come out of the column first, so the order in which different fluorescent tags exit the column is also the sequence of the strand. The DNA sequence readout is shown on an electropherogram that is generated by a laser scanner.

Sanger Sequencing

The Sanger method is also known as the dideoxy chain termination method. This sequencing method is based on the use of chain terminators, the dideoxynucleotides (ddNTPs). The dideoxynucleotides, or ddNTPSs, differ from deoxynucleotides by the lack of a free 3′ OH group on the five-carbon sugar. If a ddNTP is added to a growing DNA strand, the chain is not extended any further because the free 3′ OH group needed to add another nucleotide is not available. By using a predetermined ratio of deoxyribonucleotides to dideoxynucleotides, it is possible to generate DNA fragments of different sizes when replicating DNA in vitro.

A Sanger sequencing reaction is just a modified in vitro DNA replication reaction. As such the following components are needed: template DNA (which will the be DNA whose sequence will be determined), DNA Polymerase to catalyze the replication reactions, a primer that basepairs prior to the portion of the DNA you want to sequence, dNTPs, and ddNTPs. The ddNTPs are what distinguish a Sanger sequencing reaction from just a replication reaction. Most of the time in a Sanger sequencing reaction, DNA Polymerase will add a proper dNTP to the growing strand it is synthesizing in vitro. But at random locations, it will instead add a ddNTP. When it does, that strand will be terminated at the ddNTP just added. If enough template DNAs are included in the reaction mix, each one will have the ddNTP inserted at a different random location, and there will be at least one DNA terminated at each different nucleotide along its length for as long as the in vitro reaction can take place (about 900 nucleotides under optimal conditions.)

The ddNTPs which terminate the strands have fluorescent labels covalently attached to them. Each of the four ddNTPs carries a different label, so each different ddNTP will fluoresce a different color.

After the reaction is over, the reaction is subject to capillary electrophoresis. All the newly synthesized fragments, each terminated at a different nucleotide and so each a different length, are separated by size. As each differently-sized fragment exits the capillary column, a laser excites the flourescent tag on its terminal nucleotide. From the color of the resulting flouresence, a computer can keep track of which nucleotide was present as the terminating nucleotide. The computer also keeps track of the order in which the terminating nucleotides appeared, which is the sequence of the DNA used in the original reaction.

Second Generation and Next-generation Sequencing

The Sanger and Gilbert methods of sequencing DNA are often called “first-generation” sequencing because they were the first to be developed. In the late 1990s, new methods, called second-generation sequencing methods, that were faster and cheaper, began to be developed. The most popular, widely-used second-generation sequencing method was one called Pyrosequencing.

Today a number of newer sequencing methods are available and others are in the process of being developed. These are often called next-generation sequencing methods. The most widely-used sequencing method currently is one called Illumina sequencing (after the name of the company which commercialized the technique), but numerous competing methods are in the developmental pipeline and may supplant Illumina sequencing.

In Illumina sequencing, up to 500,000,000 separate sequencing reactions are run simultaneously on a single slide (the size of a microscope slide) put into a single machine. Each reaction is analyzed separately and the sequences generated from all 500 million DNAs are stored in an attached computer. Each sequencing reaction is a modified replication reaction involving flourescently-tagged nucleotides, but no chain-terminating dideoxy nucleotides are needed.

When the human genome was first sequenced using Sanger sequencing, it took several years, hundreds of labs working together, and a cost of around $100 million to sequence it to almost completion. Next generation sequencing can sequence a comparably-sized genome in a matter of days, using a single machine, at a cost of under $10,000. Many researchers have set a goal of improving sequencing methods even more until a single human genome can be sequenced for under $1000.

Shotgun Sequencing

Sanger sequence can only produce several hundred nucleotides of sequence per reaction. Most next-generation sequencing techniques generate even smaller blocks of sequence. Genomes are made up of chromosomes which are tens to hundreds of millions of basepairs long. They can only be sequenced in tiny fragments and the tiny fragments have to put in the correct order to generate the uninterrupted genome sequence. Most genomic sequencing projects today make use of an approach called whole genome shotgun sequencing.

Whole genome shotgun sequencing involves isolating many copies of the chromosomal DNA of interest. The chromosomes are all fragmented into sizes small enough to be sequenced (a few hundred basepairs) at random locations. As a result, each copy of the same chromosome is fragmented at different locations and the fragments from the same part of the chromosome will overlap each other. Each fragment is sequenced and sophisticated computer algorithms compare all the different fragments to find which overlaps with which. By lining up the overlapped regions, a process called tiling, the computer can find the largest possible continuous sequences that can be generated from the fragments. Ultimately, the sequence of entire chromosomes are assembled.

Whole genome shotgun sequencing.: In shotgun sequencing, multiple copies of the same chromosome are isolated and then fragmented in random locations. The different copies of the chromosome end up generating different length fragments. When the complete collection of fragments has been sequenced, comparing the sequences of all the fragments will reveal which fragments have ends that overlap with other fragments. The complete sequence from one end of the original DNA to the other can be assembled by following the sequence from the first overlapping fragment to the last.

Genome sequencing will greatly advance our understanding of genetic biology. It has vast potential for medical diagnosis and treatment.


The Late Embryogenesis Abundant Protein Family in Cassava ( Manihot esculenta Crantz): Genome-Wide Characterization and Expression during Abiotic Stress

Late embryogenesis abundant (LEA) proteins, as a highly diverse group of polypeptides, play an important role in plant adaptation to abiotic stress however, LEAs from cassava have not been studied in cassava. In this study, 26 LEA members were genome-wide identified from cassava, which were clustered into seven subfamily according to evolutionary relationship, protein motif, and gene structure analyses. Chromosomal location and duplication event analyses suggested that 26 MeLEAs distributed in 10 chromosomes and 11 MeLEA paralogues were subjected to purifying selection. Transcriptomic analysis showed the expression profiles of MeLEAs in different tissues of stem, leaves, and storage roots of three accessions. Comparative transcriptomic analysis revealed that the function of MeLEAs in response to drought may be differentiated in different accessions. Compared with the wild subspecies W14, more MeLEA genes were activated in cultivated varieties Arg7 and SC124 after drought treatment. Meerdere MeLEA genes showed induction under various stresses and related signaling treatments. Taken together, this study demonstrates the transcriptional control of MeLEAs in tissue development and the responses to abiotic stress in cassava and identifies candidate genes for improving crop resistance to abiotic stress.

trefwoorden: abiotic stress cassava characterization genome-wide analysis late embryogenesis abundant (LEA) protein.

Belangenconflict verklaring

De auteurs verklaren geen belangenverstrengeling.

Figuren

Evolutionary analysis of the LEAs…

Evolutionary analysis of the LEAs from cassava, rice, and Arabidopsis . A total…

The conserved motifs of the…

The conserved motifs of the MeLEAs according to the evolutionary classification. The conserved…

The exon-intron structure of the…

The exon-intron structure of the MeLEAs based on the evolutionary relationship. Exon-intron analysis…

Distribution of the MeLEAs on…

Distribution of the MeLEAs on chromosomes. The 26 MeLEAs were mapped to 10…

Segmental duplication of LEA genes…

Segmental duplication of LEA genes in cassava. Chromosomes are illustrated in different colour…

Expression patterns of MeLEAs in…

Expression patterns of MeLEAs in different tissues and in response to drought stress.…

Expression profiles of the MeLEAs…

Expression profiles of the MeLEAs in leaves under salt, osmotic, cold, H 2…


Bekijk de video: Embriogenesis (Januari- 2022).