Informatie

3.5: Motiliteitsagar - Biologie


Omdat de flagellaire kleuringsprocedure vaak slechte resultaten geeft in de handen van beginners, zijn andere tests voor motiliteit (en de aanwezigheid van flagella) ontwikkeld. Eén type test omvat het gebruik van een halfvast medium waarmee beweeglijke bacteriën kunnen doordringen.

Procedure

  1. Verkrijg een diepe beweeglijke agar.
  2. Steek met behulp van een inentingsnaald recht in de diepte ongeveer 2/3 van de weg naar beneden en zo snel mogelijk via dezelfde weg met de aan u toegewezen bacterie.
  3. Incubeer de buis gedurende ten minste 48 uur.
  4. Onderzoek uw buis na de incubatieperiode.

Interpretatie

Als het organisme beweeglijk is, zal de groei uit de steek ‘waaien’ of kan de hele buis er troebel uitzien. Als het organisme niet-beweeglijk is, blijft de groei beperkt tot de steeklijn.

Negatieve beweeglijkheid


Tests voor bacteriële beweeglijkheid: procedure, resultaten

De motiliteitstest wordt gebruikt om te bepalen of een organisme beweeglijk of niet-beweeglijk is. Beweeglijke organismen bevatten flagella die hen helpt om voorbij het punt van inenting te reizen. Beweeglijke bacteriën zijn over het algemeen bacillen, hoewel er enkele beweeglijke kokken bestaan. Beweeglijke bacteriën bewegen met structuren genaamd flagella (enkele uitzonderlijke bacteriën bewegen met behulp van axiale filamenten, die niet zichtbaar zijn in de microscoop). Motiliteitstest helpt ons om onderscheid te maken tussen geslachten en soorten bacteriën.


De drievoudige suiker-ijzer-agar-test waarbij gebruik wordt gemaakt van Triple Sugar Iron Agar is ontworpen om onderscheid te maken tussen organismen op basis van de verschillen in koolhydraatfermentatiepatronen en waterstofsulfideproductie. Koolhydraatfermentatie wordt aangegeven door de productie van gas en een verandering in de kleur van de pH-indicator van rood naar geel.

Om de observatie van koolhydraatgebruikspatronen te vergemakkelijken, bevat TSI Agar drie fermentatieve suikers, lactose en sucrose in een concentratie van 1% en glucose in een concentratie van 0,1%. Door de opbouw van zuur tijdens de fermentatie daalt de pH. De zuurbase-indicator Fenolrood is ingebouwd voor het detecteren van koolhydraatfermentatie die wordt aangegeven door de kleurverandering van het koolhydraatmedium van oranjerood naar geel in aanwezigheid van zuren. Bij oxidatieve decarboxylering van pepton worden alkalische producten opgebouwd en stijgt de pH. Dit wordt aangegeven door de kleurverandering van het medium van oranjerood naar dieprood. Natriumthiosulfaat en ferroammoniumsulfaat aanwezig in het medium detecteren de productie van waterstofsulfide en worden aangegeven door de zwarte kleur in de kolf van de buis.

Om de detectie van organismen die alleen glucose fermenteren te vergemakkelijken, is de glucoseconcentratie een tiende van de concentratie lactose of sucrose. De magere hoeveelheid zuurproductie in de helling van de buis tijdens glucosefermentatie oxideert snel, waardoor het medium oranjerood blijft of terugkeert naar een alkalische pH. Daarentegen wordt de zuurreactie (geel) in de kolf van de buis gehandhaafd omdat deze onder een lagere zuurstofspanning staat.

Na uitputting van de beperkte glucose, zullen organismen die daartoe in staat zijn, de lactose of sucrose gaan gebruiken. Om de alkalische toestand van de helling te verbeteren, moet vrije luchtuitwisseling worden toegestaan ​​door de buisdop losjes te sluiten.

Enzymatische digestie van caseïne (5 g), enzymatische digestie van dierlijk weefsel (5 g), met gist verrijkte pepton (10 g), dextrose (1 g), lactose (10 g) sucrose (10 g), ferriammoniumcitraat (0,2 g ), NaCl (5 g), natriumthiosulfaat (0,3 g), fenolrood (0,025 g), agar (13,5 g), per 1000 ml, pH 7,3.


Er zijn veel variaties op de katalasetest. De methoden die hier worden besproken, zijn de schuifmethode, buismethode en buis (schuine) methode. Andere methoden zoals de semikwantitatieve katalasetest voor de identificatie van Mycobacterium tuberculosis, de hittestabiele catalasetest voor het differentiëren van Mycobacterium-soorten, de capillaire buismethode en de dekglaasjemethode worden hier niet uitgewerkt. (5)

  • Gebruik een steriele entlus of een steriele houten stok om een ​​kleine hoeveelheid van een 18 tot 24 uur oude microbiële kolonie te krijgen en plaats deze op het schone, droge glasplaatje.

Vermijd het oppakken van agar, vooral als u agar gebruikt die rode bloedcellen bevat. Rode bloedcellen bevatten catalase en zouden vals-positieve resultaten opleveren.

  • Voeg met behulp van een druppelaar een druppel van 3% waterstofperoxide toe aan de bacteriekolonie op het microscoopglaasje.
  • Direct op de vorming van bellen letten. Door de dia tegen een donkere achtergrond te plaatsen, wordt het observeren gemakkelijker. (5)

Afbeelding 2: Schuifmethode voor katalasetest.
Fotobron: www.asmscience.org


RESULTATEN

Individuele interfase-microtubuli onder controle Dictyostelium cellen zijn uitzonderlijk beweeglijk en vertonen een verscheidenheid aan snelle bewegingen die lijken te worden aangedreven door zowel plus- als min-eindgerichte motoren (Figuur 1 Aanvullende film 1 Kimble et al., 2000, Koonce en Khodjakov, 2002). Dergelijke bewegingen omvatten eenvoudig buigen en rechttrekken, heen en weer zwaaien op een zweepachtige manier en boogvorming langs de celcortex. Krachten die op de microtubuli inwerken, lijken op elk punt langs de gehele lengte van de microtubuli te kunnen ontstaan. Overexpressie van het dyneïne-motordomein introduceert een extra beweeglijke component: de gehele microtubuli-array lijkt door het cytoplasma en langs het binnenoppervlak van de celcortex te circuleren, met snelheden tot 2,5 m/s (Koonce et al., 1999 zie ook aanvullende films 3a en 5c). We gebruikten een lasermicrostraal om de verbinding tussen het centrosoom en de achterste komeetstaart van microtubuli in deze 380K-cellen te verbreken (Figuur 2 Aanvullende films 2a-d). In 15 van de 18 cellen stoppen centrosomen onmiddellijk met hun beweging, wat suggereert dat een groot deel van de beweeglijkheid wordt aangedreven door kracht die wordt uitgeoefend op de achterblijvende microtubuli. De microtubuli-arrays in de drie cellen waarvan de centrosomen bleven bewegen, waren minder gefocust en we konden er niet zeker van zijn dat de meeste microtubuli daadwerkelijk waren doorgesneden. Controlebestralingen in het cytoplasma, naast of voor het centrosoom hadden geen effect op deze beweging. In sommige gevallen na het snijden (Figuur 2D), werden microtubuli gereorganiseerd aan de andere kant van het centrosoom en begonnen ze de beweging in de richting tegenovergestelde van de pre-bestralingsbeweging aan te drijven.

Figuur 1. Interfase microtubuli bewegingen in een controlecel. Een pijlpunt markeert het plus-uiteinde van een enkele GFP-gelabelde microtubule in Dictyostelium. In de eerste vier frames (0-30 s) volgt het plus-uiteinde een zweepachtig buigtraject door het cytoplasma, in een richting die consistent is met de toepassing van kinesine-achtige krachten op de microtubulus. In de laatste vier frames (33-45 s) leidt hetzelfde microtubule-uiteinde nu, in een richting die consistent is met de toepassing van dyneïnekracht. De microtubule zelf handhaaft een constante lengte (13,3 m) gedurende de hele reeks. De positie van het centrosoom is gemarkeerd met een asterisk in het eerste paneel (t = 0). Tijd geeft seconden van observatieschaalbalk aan, 2,5 m.

In bijna alle gevallen resulteerde de laser-gemedieerde bevrijding van minus-microtubuli-uiteinden in de demontage van de achterliggende arrays. In een paar cellen (bijv. Figuur 3) leek de microtubuli-array echter strak gebundeld en niet onmiddellijk uit elkaar gehaald. In deze cellen vonden we dat de microtubulebundels zelf in staat waren om te bewegen, onafhankelijk van het centrosoom. Dit resultaat geeft aan dat het centrosoom zelf niet nodig is, de kracht die verantwoordelijk is voor de beweeglijkheid werkt langs de microtubulebundel (aanvullende film 3b).

Om te onderscheiden of de kracht te wijten is aan moleculaire motoren of microtubuli-end-dynamiek, hebben we de montage- / demontagesnelheden gemeten voor Dictyostelium microtubuli. Het doel was om te bepalen of de tubulines van dit organisme ongebruikelijke kinetische eigenschappen hebben die kunnen bijdragen aan zowel de zijwaartse bewegingen in controlecellen als de centrosoombewegingen in de 380K-cellen. We hebben onze analyse beperkt tot die microtubuli waarvan de hele lengte tijdens de observatieperiode in focus bleef. Uit onze gegevens blijkt dat hoewel overgangen tussen groeien en krimpen uiterst zeldzaam zijn, Dictyostelium microtubuli ondergaan dynamische instabiliteit (Figuur 4A). Met behulp van de lasermicrostraal hebben we ook vrije plus- en minuiteinden van enkele microtubuli gemaakt. Behalve die in strak gebundelde microtubuli-arrangementen (zoals hierboven beschreven), vrije minus-uiteinden van microtubuli in Dictyostelium zijn onstabiel (Figuur 4B). In een aantal gevallen konden we deze depolymerisatie gemakkelijk volgen en zo snelheidsmetingen genereren voor minus-end depolymerisatie (Figuur 4C). We zagen geen bewijs voor tubuline-assemblage aan vrije minus-uiteinden van microtubuli. Plus-uiteinden waren stabieler: slechts de helft van de nieuw gecreëerde plus-uiteinden gedepolymeriseerd in verschillende mate, terwijl de andere helft stabiel bleef gedurende de observatieperiode (Figuur 4D).

Figuur 2. Lasergemedieerd snijden van beweeglijke microtubuli komeetstaarten. (ADVERTENTIE). Vier voorbeelden van 380K-cellen waarin de achterblijvende GFP-gelabelde microtubulebundel is gescheiden van het leidende centrosoom. Het eerste paneel in de A-C-reeks toont een "voor" -aanzicht, het tweede paneel toont de cel onmiddellijk na (of tijdens zoals in C) lasersnijden van de microtubuli-staart. De twee rijen in D tonen een uitgebreide reeks van een tweekernige cel, die twee microtubuli-arrays bevat. De pijlpunt markeert de plaats van laserablatie. In alle hier getoonde gevallen stopte het centrosoom met bewegen bij het doorsnijden van de microtubulusbundel. Merk op in D dat de beweging van de tweede microtubuli-array niet wordt beïnvloed door de ablatie en dat in de laatste paar panelen (153 s en verder), de onaangetaste microtubuli aan de kant tegenover de snede zijn begonnen zich te organiseren en het centrosoom naar de onderkant van de lijst. De tijd wordt weergegeven in seconden van de observatieschaalbalk, 5 m.

Onze metingen van de einddynamiek van microtubuli (montage en demontage) worden weergegeven in tabel 1. Deze gemiddelden zijn vergelijkbaar met de kinetiek die wordt waargenomen in met GFP gemerkte microtubuli van zoogdieren (ook opgenomen in tabel 1 et al., 2001). Daarentegen zijn de snelle bewegingen van individuele microtubuli in Dictyostelium optreden met snelheden van gemiddeld 1,1 m/s, ongeveer vier keer sneller dan alleen op basis van montage of demontage zou kunnen worden verklaard. Er waren geen snelheidsverschillen tussen wat we interpreteerden als plus eind- of min eindgerichte krachtproductie, een bevinding die consistent is met andere metingen van organelhandel in Dictyostelium (Tafel 1). Deze resultaten impliceren sterk dat de snelle microtubulus- en centrosoombewegingen in controle- en 380K-cellen grotendeels te wijten zijn aan moleculaire motoractiviteiten, in plaats van aan ongebruikelijke kinetiek van assemblage.

Tafel 1. Gemiddelde snelheden en vergelijkingen van assemblage, demontage en motoraangedreven bewegingen van microtubuli in controlecellen


Wat is halfvaste media?

Er worden verschillende technieken gebruikt om de beweeglijkheid van bacteriën te observeren en te detecteren. Onder hen is de hangende drop-methode zo'n methode. Het heeft echter verschillende nadelen, zoals de vervelende aard van de methode, onzekerheid van de resultaten, moeilijkheid om de beweeglijkheid te identificeren wanneer slechts een paar cellen beweeglijk zijn, behoefte aan actieve of verse culturen enz. Daarom hebben wetenschappers halfvaste media ontwikkeld voor boven doel. Halfvaste media zijn microbiële kweekmedia die zijn bereid om minder agar toe te voegen (stollingsmiddel bij 0,2 tot 0,5%) om de beweeglijkheid van bacteriën te observeren. Halfvast medium werd voor het eerst geïntroduceerd door Hiss in 1982 om tyfus- en colonbacillen te onderscheiden.

Figuur 02: Steekbuis

De resultaten van de halfvaste media zijn macroscopisch. Wanneer beweeglijke bacteriën worden ingeënt in steekculturen die zijn bereid met semi-vaste media, kan een diffuse groeizone langs de inoculatielijn van de steek duidelijk worden waargenomen. Het elimineert het over het hoofd zien van beweeglijkheid als er maar een paar beweeglijk zijn.


Alles wat je moet weten over agar

Agar (of Agar Agar), soms aangeduid als kanten, is een geleermiddel afkomstig van een Zuidoost-Aziatisch zeewier. Het wordt gebruikt voor wetenschappelijke doeleinden (bijvoorbeeld in de biologie), als vulmiddel in papierlijm en als klaringsmiddel bij het brouwen. Agar kan ook worden gebruikt als laxeermiddel (het bestaat voor 80 procent uit vezels) en als eetlustremmer.

En het is natuurlijk een geweldig culinair ingrediënt. Het is een vegetarische gelatinevervanger, een verdikkingsmiddel voor soepen, in fruitconserven, ijs en andere desserts.

Waar vind je agar?

Agar is verkrijgbaar in natuurvoedingswinkels, in supermarkten met gezondheidsvoedingslijnen, in Aziatische supermarkten en online.

Gezondheidsvoordelen

Agar bevat geen calorieën, geen koolhydraten, geen suiker, geen vet en zit boordevol vezels. Het is vrij van zetmeel, soja, maïs, gluten, gist, tarwe, melk, ei en conserveermiddelen.

Het absorbeert glucose in de maag, passeert snel het spijsverteringsstelsel en verhindert het lichaam om overtollig vet vast te houden en op te slaan. De waterabsorberende eigenschappen helpen ook bij het verwijderen van afval. Agar absorbeert gal en zorgt er daardoor voor dat het lichaam meer cholesterol oplost.

Een geweldige vervanger voor gelatine

Agar is de perfecte vervanging voor traditionele gelatine. Het is gemaakt van een plantaardige bron in plaats van van een dierlijke. Dat maakt het geschikt voor vegetarische en veganistische diëten en andere dieetbeperkingen.

Agar heeft geen smaak, geen geur en geen kleur, waardoor het best handig in gebruik is. Het wordt steviger dan gelatine en blijft stevig, zelfs als de temperatuur stijgt.

Hoewel agar een geweldige vervanger is voor gelatine, moet je niet dezelfde resultaten verwachten als je gelatine vervangt door agar in een recept. Ten eerste geeft het niet dezelfde textuur. Gelatine kan een «romige» textuur geven, terwijl agar een stevigere textuur geeft. En agar is veel krachtiger dan gelatine: 1 theelepel agarpoeder staat gelijk aan 8 theelepel gelatinepoeder.

Hoe Agar . te gebruiken

- Het belangrijkste om te weten is dat agar moet eerst worden opgelost in water (of een andere vloeistof zoals melk, vruchtensappen, thee, bouillon. ) en dan aan de kook gebracht. Het zal uitharden als de ingrediënten afkoelen. Je kunt geen agarvlokken of poeder toevoegen zoals het in je eten zit.

- U moet de aanwijzingen op de verpakking en het recept absoluut volgen om te bepalen welke hoeveelheid u moet gebruiken. Maar hier is een basisregel die u kunt aanpassen: gebruik 1 eetlepel agar vlokken om 1 kopje vloeistof en 1 theelepel agar te verdikken poeder om 1 kopje vloeistof te verdikken.

Hier is het basis «recept» dat u kunt gebruiken als u uw vloeistof niet direct kunt koken.


Referenties

Harshey RM: Bacteriële beweeglijkheid een oppervlak: vele wegen naar een gemeenschappelijk doel. Annu Rev Microbiol. 2003, 57: 249-273. 10.1146/annurev.micro.57.030502.091014.

Soutourina OA, Bertin PN: Regulatiecascade van flagellaire expressie in Gram-negatieve bacteriën. FEMS Microbiol Rev. 2003, 27: 505-523. 10.1016/S0168-6445(03)00064-0.

Voorraad JB, Surette MG: Chemotaxis. Escherichia coli en Salmonella: cellulaire en moleculaire biologie. Bewerkt door: Neidhardt FC, Curtis III R, Ingraham JL, Lin ECC, Low KBB, Magasanik WS, Reznikoff M, Riley M, Schachter, Umbarger HE. 1996, Washington, DC: American Society for Microbiology, 1103-1129. 2

Baker MD, Wolanin PM, Stock JB: Signaaltransductie in bacteriële chemotaxis. Bio-essays. 2006, 28: 9-22. 10.1002/bies.20343.

Harshey RM, Matsuyama T: Dimorfe overgang in E coli en S. typhimurium : oppervlakte-geïnduceerde differentiatie in hyperflagellate zwermcellen. Proc Natl Acad Sci USA. 1994, 91: 8631-8635. 10.1073/pnas.91.18.8631.

Burkart M, Toguchi A, Harshey RM: Het chemotaxis-systeem, maar niet chemotaxis, is essentieel voor zwermmotiliteit in Escherichia coli . Proc Natl Acad Sci USA. 1998, 95: 2568-2573. 10.1073/pnas.95.5.2568.

Zorzano M-P, Cuevas M-T, Hochberg D, Gómez-Gómez JM: Reactie-diffusiemodel voor patroonvorming in E coli zwermen kolonies met slijm. Phys Rev E. 2005, 71: 031908-10.1103/PhysRevE.71.031908.

Daniels R, Vanderleyden J, Michiels J: Quorum sensing en zwermmigratie in bacteriën. FEMS Microbiol Rev. 2004, 28: 261-289. 10.1016/j.femsre.2003.09.004.

Fraser GM, Hughes C: Zwermmotiliteit. Curr Opin Microbiol. 1999, 2: 630-635. 10.1016/S1369-5274(99)00033-8.

Belas R: Proteus mirabilis en andere zwermende bacteriën. Bacteriën als meercellige organismen. Bewerkt door: Sharpio JA, Dworkin M. New York Oxford University Press,

Eberl L, Søren M, Givskov M: Oppervlaktemotiliteit van Serratia liquefaciens MG1. J Bacteriol. 1999, 181: 1703-1712.

Kearns DB, Losick R: Zwermmotiliteit bij niet-gedomesticeerde Bacillus subtilis . Mol Microbiol. 2003, 49: 581-590. 10.1046/j.1365-2958.2003.03584.x.

Köhler T, Curty LK, Barja F, van Delden C, Pechère JC: Zwermen van Pseudomonas aeruginosa is afhankelijk van cel-naar-cel signalering en vereist flagella en pili. J Bacteriol. 2000, 182: 5990-5996. 10.1128/JB.182.21.5990-5996.2000.

Rashid MH, Kornberg A: Anorganisch polyfosfaat is nodig voor zwem-, zwerm- en spiertrekkingen van Pseudomonas aeruginosa . Proc Natl Acad Sci USA. 2000, 97: 4885-4890. 10.1073/pnas.060030097.

Toguchi AM, Siano M, Burkart M, Harshey RM: Genetica van zwermmotiliteit in Salmonella enterica serovar Typhimurium: cruciale rol voor lipopolysaccharide. J Bacteriol. 2000, 182: 6308-6321. 10.1128/JB.182.22.6308-6321.2000.

Adler J: Het effect van omgevingscondities op de beweeglijkheid van Escherichia coli . J Gen Microbiol. 1967, 46: 175-184.

Amsler CD, Cho M, Matsumura P: meerdere factoren die ten grondslag liggen aan de maximale beweeglijkheid van Escherichia coli als culturen post-exponentiële groei ingaan. J Bacteriol. 1993, 175: 6238-6244.

Maurer LM, Yohannes E, Bondurant SS, Radmacher M, Slonczewski JL: pH reguleert genen voor flagellaire motiliteit, katabolisme en oxidatieve stress in Escherichia coli K-12. J Bacteriol. 2005, 187: 304-319. 10.1128/JB.187.1.304-319.2005.

McCarter LL: Regulering van flagella. Curr Opin Microbiol. 2006, 9: 180-186. 10.1016/j.mib.2006.02.001.

Storz GT, Hengge-Aronis R, Eds: bacteriële stressreacties. 2000, Washington, DC: American Society for Microbiology

Walker GC, Smith BT, Sutton MD: De SOS-reactie op DNA-schade. Bacteriële stressreacties. Bewerkt door: Stortz G, Hengge-Aronis R. 2000, Washington, DC: American Society for Microbiology, 131-144.

Kowalczykowski SC, Dixon DA, Eggleston AK, Lauder SD, Rehrauer WM: Biochemie van homologe recombinatie in Escherichia coli . Microbiol Rev. 1994, 58: 401-465.

Kuzminov A: Recombinatie herstel van DNA-schade in bf Escherichia coli en bacteriofage lambda. Microbiol Molec Biol Rev. 1999, 63: 751-813.

Lusetti SL, Cox MM: Het bacteriële RecA-eiwit en de recombinatie DNA-reparatie van vastgelopen replicatievorken. Ann ds Biochem. 2002, 71: 71-100. 10.1146/annurev.biochem.71.083101.133940.

Courcelle J, Hanawalt PC: RecA-afhankelijk herstel van gearresteerde DNA-replicatievorken. Annu Rev Genet. 2003, 37: 611-646. 10.1146/annurev.genet.37.110801.142616.

McGrew DA, Knight KL: Moleculair ontwerp en functionele organisatie van het RecA-eiwit. Crit Rev Biochem Mol Biol. 2003, 38: 385-432. 10.1080/10409230390242489.

Friedberg EC, Walker GC, Siede W, Wood RD, Schultz RA, Ellenberger T: DNA-reparatie en mutagenese. 2005, Washington, DC: American Society for Microbiology, 2

Kowalczykowski SC, Eggleston AK: Homologe koppeling en DNA-strenguitwisselingseiwitten. Annu Rev Biochem. 1994, 63: 991-1043.

Cox MM, Goodman MF, Kreuzer KN, Sherratt DJ, Sandler SJ, Marians KJ: Het belang van het repareren van vastgelopen replicatievorken. Natuur. 2000, 404: 37-41. 10.1038/35003501.

Schlacher K, Leslie K, Wyman C, Woodgate R, Cox MM, Goodman MF: DNA-polymerase V en RecA-eiwit, een minimaal mutasoom. Mol cel. 2005, 18: 561-572. 10.1016/j.molcel.2005.01.006.

Schlacher K, Cox MM, Woodgate R, Goodman MF: RecA handelt in trans om replicatie van beschadigd DNA door DNA-polymerase V. Nature mogelijk te maken. 2006, 442: 883-887. 10.1038/natuur05042.

Abouhamad WN, Bray D, Schuster M, Boesch KC, Silversmith RE, Bourret RB: Computerondersteunde resolutie van een experimentele paradox in bacteriële chemotaxis. J Bacteriol. 1998, 180: 3757-3764.

Courcelle J, Khodursky A, Peter B, Brown PO, Hanawalt PC: vergelijkende genexpressieprofielen na UV-blootstelling bij wildtype en SOS-deficiëntie Escherichia coli . Genetica. 2001, 158: 41-64.

Camas FM, Blázquez J, Poyatos JF: Autogene en niet-autogene controle van respons in een genetisch netwerk. Proc Natl Acad Sci USA. 2006, 103: 12718-12723. 10.1073/pnas.0602119103.

Lehnen C, Blumer T, Polen B, Wackwitz V, Wendisch F, Unden G: LrhA als een nieuwe transcriptionele sleutelregulator van flagella-, motiliteits- en chemotaxis-genen in Escherichia coli . Mol Microbiol. 2002, 45: 521-532. 10.1046/j.1365-2958.2002.03032.x.

Kitagawa M, Ara T, Arifuzzaman M, Ioka-Nakamichi T, Inamoto E, Toyonaga H, Mori H: Complete set ORF-klonen van Escherichia coli ASKA-bibliotheek (een complete set van) E. coli K -12 ORF Archief): Unieke bronnen voor biologisch onderzoek. DNA-onderzoek 2005, ASKA bibliotheek, 12: 291-299. 10.1093/dnares/dsi012. [http://ecoli.aist-nara.ac.jp/]

Renzette N, Gumlaw N, Nordman JT, Krieger M, Yeh Su-P, Long E, Centore R, Boonsombat R, Sandler SJ: Lokalisatie van RecA in Escherichia coli K-12 met behulp van RecA-GFP. Mol Microbiol. 2005, 57: 1074-1085. 10.1111/j.1365-2958.2005.04755.x.

Cirz RT, Chin JK, Andes DR, de Crécy-Lagard V, Craig WA, Romesberg FE: Remming van mutatie en bestrijding van de evolutie van antibioticaresistentie. PloS Biol. 2005, 3: 1024-1033. 10.1371/journal.pbio.0030176.

Pérez-Capilla T, Baquero MR, Gómez-Gómez JM, Ionel A, Martín S, Blázquez J: SOS-onafhankelijke inductie van dinB transcriptie door β-Lactam-gemedieerde remming van celwandsynthese in Escherichia coli . J Bacteriol. 2005, 187: 1515-1518. 10.1128/JB.187.4.1515-1518.2005.

Knyon CJ, Walker GC: DNA-beschadigende middelen stimuleren genexpressie op specifieke loci Escherichia coli . Proc Natl Acad Sci USA. 1980, 77: 2819-2823. 10.1073/pnas.77.5.2819.

Ogawa T, Yu X, Shinohara A, Egelman EH: Overeenkomst van het gist RAD51-filament met het bacteriële RecA-filament. Wetenschap. 1993, 259: 1896-1899. 10.1126/wetenschap.8456314.

Shibata T, Nishinaka T, Mikawa T, Aihara H, Kurumizaka H, ​​Yokoyama S, Ito Y: Homologe genetische recombinatie als een intrinsieke dynamische eigenschap van een DNA-structuur geïnduceerd door RecA/Rad51-familie-eiwitten: een mogelijk voordeel van DNA ten opzichte van RNA als genomisch materiaal. Proc Natl Acad Sci USA. 2001, 98: 8425-8432. 10.1073/pnas.111005198.

West SC: Moleculaire weergaven van recombinatie-eiwitten en hun controle. Nat Rev Mol Cell Biol. 2003, 4: 1-11. 10.1038/nrm1127.

Arifuzzaman M, Maeda M, Itoh A, Nishikata K, Takita C, Saito R, Ara T, Nakahigashi K, Huang HC, Hirai A, Tsuzuki K, Nakamura S, Altaf-Ul-Amin M, Oshima T, Baba T, Yamamoto N, Kawamura T, Ioka-Nakamichi T, Kitagawa M, Tomita M, Kanaya S, Wada C, Mori H: grootschalige identificatie van eiwit-eiwit interactie van Escherichia coli K-12. Genoom onderzoek. 2006, 16: 686-691. 10.1101/gr.4527806.

Mariconda S, Wang Q, Harshey RM: een mechanische rol voor chemotaxis-systeem bij zwermmotiliteit. Mol Microbiol. 2006, 60: 1590-1602. 10.1111/j.1365-2958.2006.05208.x.

Cox JM, Tsodikov OV, Cox MM: Georganiseerde unidirectionele golven van ATP-hydrolyse in een RecA-filament. PloS Biol. 2005, 3: 231-243. 10.1371/journal.pbio.0030052.

Lusetti SL, Drees JC, Stohl EA, Seifert HS, Cox MM: De DinI- en RecX-eiwitten zijn concurrerende modulatoren van de RecA-functie. J Biol Chem. 2004, 31: 55073-55079. 10.1074/jbc.M410371200.

Drees JC, Chitteni-Pattu S, McCaslin DR, Inman RB, Cox MM: Remming van de RecA-eiwitfunctie door het RdgC-eiwit van Escherichia coli . J Biol Chem. 2006, 281: 4708-4717. 10.1074/jbc.M513592200.

Miller JH: Experimenten in moleculaire genetica. 1972, Cold Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 352-355.

Harris RS, Longerich S, Rosenberg SM: Recombinatie in adaptieve mutatie. Wetenschap. 1994, 264: 258-260. 10.1126/wetenschap.8146657.

Yasuda T, Morimatsu K, Horii T, Nagata T, Ohmori H: Remming van Escherichia coli RecA coprotease-activiteiten door DinI. EMBO J. 1998, 17: 3207-32016. 10.1093/emboj/17.11.3207.

Delmas S, Matic I: Cellulaire respons op horizontaal overgebracht DNA in Escherichia coli wordt afgestemd door DNA-reparatiesystemen. DNA-reparatie. 2005, 4: 221-229. 10.1016/j.dnarep.2004.09.008.

Baba T, Ara T, Hasegawa M, Takai Y, Okumura Y, Baba M, Datsenko KA, Tomita M, Wanner BL, Mori H: Bouw van Escherichia coli K-12 in-frame, single-gen knock-out mutanten: de Keio-collectie. Mol Syst Biol. 2006, 2: 1-15. 10.1038/msb4100050. [http://ecoli.aist-nara.ac.jp/]

Mayfield CI, Inniss WE: een snelle, eenvoudige methode voor het kleuren van bacteriële flagella. Kan J Microbiol. 1977, 23: 1311-1313.

Ayora S, Weise F, Mesa P, Stasiak A, Alonso JC: Bacillus subtilis bacteriofaag SPP1 hexameer DNA-helicase, G40P, interageert met gevorkt DNA. Nucleïnezuren Res. 2002, 30: 2280-2289. 10.1093/nar/30.11.2280.

Ayora S, Piruat JI, Luna R, Reiss B, Russo VE, Aguilera A, Alonso JC: karakterisering van twee zeer vergelijkbare Rad51-homologen van Physcomitrella patens . J Mol Biol. 2002, 316: 35-49. 10.1006/jmbi.2001.5336.

Ayora S, Missich R, Mesa P, Lurz R, Yang S, Egelman EH, Alonso JC: homologe paringsactiviteit van de Bacillus subtilis bacteriofaag SPP1-replicatie-eiwit G35P. J Biol Chem. 2002, 277: 35969-35979. 10.1074/jbc.M204467200.

Steven AC, Trus BL, Maizel JV, Unser M, Parry DA, Wall JS, Hainfeld JF, Studier FW: Moleculaire substructuur van een viraal receptorherkenningseiwit. De gp17-staartvezel van bacteriofaag T7. J Mol Biol. 1988, 200: 351-365. 10.1016/0022-2836(88)90246-X.


We voeren verschillende vaardigheidsontwikkelingsprogramma's uit om jongeren inzetbaar te maken. Sinds 2008 hebben we duizenden geleerden van Indiase en buitenlandse instellingen opgeleid uit verschillende stromingen van de wetenschap.

Allele Life Sciences is opgericht met als doel technologische oplossingen te bieden voor life science, biotech-onderzoek, chemisch onderzoek, biofarmaceutica, kruiden- en geurwetenschap.

We hebben een toegewijd team van chemici, biotechnologen, biochemici, analisten, moleculair biologen, ingenieurs en specialisten om te helpen bij onze technologische oplossingen en productontwikkeling.


#4 Methode met hangende druppel

In een natte montage bestaat de mogelijkheid dat de beweeglijkheid van bacteriën wordt belemmerd. Daarom is een hangende druppelmethode betrouwbaarder. Met een dergelijke methode kunt u de beweeglijkheid van bacteriën, inclusief de grootte en vorm, duidelijk waarnemen.

Wat is het principe van de hangende druppelmethode?

Een klein druppeltje bacteriën wordt vanuit het midden van het dekglaasje in de caviteitslede gehangen. Het wordt vervolgens onder de microscoop waargenomen met behulp van het olie-immersie-objectief. De beweging in het medium en zijn omgeving geeft aan dat de bacteriën beweeglijk zijn.

Aan de andere kant, als de bacteriën kalm blijven in het medium, betekent dit dat de bacteriën niet-beweeglijk zijn. (1, 4 en 6)

  • Holle glijbaan
  • dekglaasje aan
  • Smeermiddel (petroleumgelei)
  • Bouilloncultuur van bacteriën
  • Immersie olie
  • Lus
  • Microscoop
  1. Petroleumgelei wordt aangebracht rond de schone en droge caviteitslede.
  2. De lus wordt over de vlam gelegd en af ​​laten koelen. Met behulp van de gesteriliseerde lus wordt een bacterie uit de bouilloncultuur gehaald.
  3. Een druppel suspensie wordt in het midden van het dekglaasje gebracht.
  4. De dia wordt omgekeerd en op het dekglaasje geplaatst. De twee worden zachtjes aangedrukt om de holte af te dichten. Zorg ervoor dat geen enkel onderdeel de druppel raakt.
  5. De schuif wordt omgekeerd zodat de druppel in de holte hangt.
  6. Het objectglaasje wordt vervolgens op het podium geknipt en onder het lage vermogen objectief van de microscoop onderzocht. (6, 8 en 9)

Met de hangende druppelmethode worden de bacteriën gecontroleerd op beweeglijkheid, vorm, rangschikking en grootte.